MorphologyMorphologyМорфология1026-35432949-2556Eco-Vector39871510.17816/morph.398715ArticlesСтатьиResearch ArticleCHANGES OF Y NEURON FORMATION IN CAT VISUAL SYSTEM DURING EARLY POSTNATAL ONTOGENESIS UNDER THE INFLUENCE OF BINOCULAR RHYTHMIC LIGHT STIMULATIONИЗМЕНЕНИЕ ФОРМИРОВАНИЯ Y-НЕЙРОНОВ ЗРИТЕЛЬНОЙ СИСТЕМЫ КОШКИ В РАННЕМ ПОСТНАТАЛЬНОМ ОНТОГЕНЕЗЕ ПОД ВЛИЯНИЕМ БИНОКУЛЯРНОЙ РИТМИЧЕСКОЙ СВЕТОВОЙ СТИМУЛЯЦИИMerkuliyevaN. S.МеркульеваНаталья Сергеевна

лаборатория нейроморфологии

mer-natalia@yandex.ruMikhalkinA. A.МихалкинАлександр Александрович

лаборатория нейроморфологии

michalkin@mail.ruNikitinaN. I.НикитинаНина Ивановна

лаборатория нейроморфологии

NefyodovD. AНефёдовДенис Александрович

лаборатория нейроморфологии

den-nefedov86@rambler.ruMakarovF. N.МакаровФеликс Николаевич

лаборатория нейроморфологии

felixmakarov@mail.ruRAS I. P.Pavlov Institute of PhysiologyИнститут физиологии им. И. П. Павлова РАН150220141451VOL 145, NO1 (2014)ТОМ 145, №1 (2014)131809052023Copyright ©; 2014, Eco-VectorCopyright ©; 2014, Эко-Вектор2014Eco-VectorЭко-Векторhttps://j-morphology.com/1026-3543/article/view/398715

To examine the effect of an artificial rhythmic light stimulation on the development of structural and functional organization of Y neurons of cat visual system in the ontogenesis, the distribution of the neurons immunopositive to SMI-32 antibodies was studied in lateral geniculate nucleus (LGN) and posteromedial suprasylvian area (PMLS). Laminar distribution of SMI-32-positive neurons and neuronal body profile area were analyzed in intact animals (n=4) and in kittens (n=4) grown under conditions of rhythmic light stimulation with15 Hz frequency for 4 months. In light-stimulated animals, changes in laminar distribution of immunopositive neurons were detected in both LGN (decline in the percentage of the immunopositive cells in C M layer) and in PMLS area (decrease in cell count in layer V). Morphometric analysis has shown the significant reduction of cell body profile area in immunopositive neurons in light-stimulated kittens only in layers III and V of PMLS area. The data obtained suggest that Y channel functional disturbances in light-stimulated animals are caused by the structural and metabolic changes detected in Y neurons.

С целью изучения влияния искусственной бинокулярной ритмической световой стимуляции на развитие структурнофункциональной организации Y-нейронов зрительной системы кошки в онтогенезе исследовали распределение в наружном коленчатом теле (НКТ) и заднемедиальном поле латеральной супрасильвиевой борозды (PMLS) нейронов, иммунопозитивных к антителам SMI-32. Анализировали послойное распределение SMI-32-позитивных нейронов и площадь сечения их тел у интактных животных (n=4) и у котят (n=4), росших в условиях ритмической световой стимуляции с частотой 15 Гц в течение 4 мес. У стимулированных животных выявлено изменение в послойном распределении иммунопозитивных нейронов как в НКТ (снижение доли иммунопозитивных клеток в слое С М), так и в PMLS (снижение доли иммунопозитивных клеток в слое V). Морфометрический анализ показал, что у стимулированных котят происходит значимое снижение площади сечения тел иммунопозитивных нейронов только в слоях III и V области PMLS. Полученные данные позволяют предположить наличие у стимулированных животных функциональных нарушений Y-проводящего канала, обусловленных выявленными структурнометаболическими изменениями Y-нейронов.

Y neuronsvisual systemrhythmic light stimulationSMI-32 antibodiesзрительная системаY-нейроныритмическая световая стимуляцияантитела SMI-32Меркульева Н. С., Михалкин А. А., Никитина Н. И. и Макаров Ф. Н. Развитие связей первичной зрительной коры с центром анализа движений: роль зрительного окружения. Морфология, 2011, т. 140, вып. 6, с. 24–31.Anderson J. C., Da Costa N. M. and Martin K. A.C. The W cell pathway to cat primary visual cortex. J. Comp. Neurol., 2009, v. 516, p. 20–35.Berson D. M. Cat lateral suprasylvian cortex: Y-cell inputs and corticotectal projection. J. Neurophysiol., 1985, v. 53, p. 544–556.Bickford M. E., Guido W. and Godwin D. W. Neurofilament proteins in Y-cells of the cat lateral geniculate nucleus: normal expression and alteration with visual deprivation. J. Neurosci., 1998, v. 18, p. 6549–6557.Burnat K., Vandenbussche E. and Zernicki B. Global motion detection is impaired in cats deprived early of patterned vision. Behav. Brain Res., 2002, v. 134, p. 59–65.Carden W. B., Guido W., Ziburkus J. et al. A novel means of Y cell identification in the developing lateral geniculate nucleus of the cat. Neurosci. Letters, 2000, v. 295, p. 5–8.Cynader H., Berman N. and Hein A. Cats reared in stroboscopic illumination: effects on receptive fields in visual cortex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1973, v. 70, p. 1353–1354.Daw N. W. Visual development. New York, Springer, 2006.DeAngelis G. C., Ohzawa I. and Freeman R. D. Spatiotemporal organization of simple-cell receptive fields in the cat’s striate cortex. I. General characteristics and postnatal development. J. Neurophysiol., 1993, v. 69, p. 1091–1117.Dreher B., Wang C., Turlejski K. J. et al. Areas PMLS and 21a of cat visual cortex: two functionally distinct areas. Cerebral Cortex, 1996, v. 6, p. 585–599.Duffy K. R. and Livingstone M. S. Loss of neurofilament labeling in the primary visual cortex of monocularly deprived monkeys. Cerebral Cortex, 2005, v. 15, p. 1146–1154.Garraghty P. E., Roe A. and Sur M. Specification of retinogeniculate X and Y axon arbors in cat: fundamental differences in developmental programs. Dev. Brain Res., 1998, v. 107, p. 227–231.Guillery R. W. A study of Golgi preparations from the dorsal lateral geniculate nucleus of the adult cat. J. Comp. Neurol., 1966, v. 128, p. 21–50.Kawasaki H., Crowley J. C., Livesey F. J. and Katz L. C. Molecular organization of the ferret visual thalamus. J. Neurosci., 2004, v. 24, p. 9962–9970.Kennedy H. and Orban G. A. Response properties of visual cortical neurons in cats reared in stroboscopic illumination. J. Neuro physiol., 1983, v. 49, p. 686–704.Kogan C. S., Zangenehpour S. and Chaudhuri A. Developmental profiles of SMI-32 immunoreactivity in monkey striate cortex. Dev. Brain Res., 2000, v. 119, p. 85–95.Kumar S., Yin X., Trapp B.D et al. Relating interactions between neurofilaments to the structure of axonal neurofilament distributions through polymer brush models. Biophys. J., 2002, v. 82, p. 2360–2372.Lomber S. G., MacNeil M. A. and Payne B. R. Amplification of thalamic projections to middle suprasylvian cortex following ablation of immature primary visual cortex in the cat. Cerebr. Cortex, 1995, v. 2, p. 166–191.McCall M. A., Tong L. and Spear P.D. Development of neuronal responses in cat posteromedial lateral suprasylvian visual cortex. Brain Res., 1988, v. 447, p. 67–78.O’Leary T. P., Kutcher M. R., Mitchell D. E. and Duffy K. R. Re covery of neurofilament following early monocular deprivation. Front. Neurosci., 2012, v. 6, p. 1–11.Pasol J., Feuer W., Yang C. et al. Phosphorylated neurofilament heavy chain correlations to visual function, optical coherence tomography, and treatment. Multiple Sclerosis Int. J., 2010, v. 2010, p. 1–15.Rosenquist A. C. Connections of visual cortical areas in the cat. In: Cerebral Cortex. New York, London, Plenum Press, 1985, p. 81–117.Sireteanu R. and Best J. Squint-induced modification of visual receptive fields in the lateral suprasylvian cortex of the cat: binocular interaction, vertical effect and anomalous correspondence. Eur. J. Neurosci., 1992, v. 4, p. 235–242.Sternberger L. A. and Sternberger N. H. Monoclonal antibodies distinguish phosphorylated and nonphosphorylated forms of neurofilaments in situ. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1983, v. 80, p. 6126–6130.Stone J. Parallel processing in the visual system. New York, London, Plenum Press, 1983.Sur M. Development and plasticity of retinal X and Y axon terminations in the cat’s lateral geniculate nucleus. Brain Behav. Evol., 1988, v. 31, p. 243–251.Wilson P. D., Rowe M. H. and Stone J. Properties of relay cells in cat’s lateral geniculate nucleus: a comparison of W-cells with X- and Y-cells. J. Neurophysiol., 1976, v. 39, p. 1193–1209.