ИЗМЕНЕНИЯ КАЛЬБИНДИН-СОДЕРЖАЩИХ НЕЙРОНОВ ДОРСАЛЬНОГО РОГА СПИННОГО МОЗГА МЫШЕЙ ПОСЛЕ КОСМИЧЕСКОГО ПОЛЕТА НА БИОСПУТНИКЕ БИОН-М1



Цитировать

Полный текст

Аннотация

Кальбиндин (КАБ)-содержащие интернейроны дорсального рога спинного мозга (СМ) верхних грудных сегментов у самцов мышей C57/BL6, находившихся в условиях космического полета (полетная группа) в течение 30 сут (n = 3) на биоспутнике Бион-М1 (полетная группа), исследовали с использованием иммуногистохимических методов и вестерн-блоттинга. Контрольную группу составили мыши (n = 3), находившиеся в то же время в условиях вивария. У мышей полетной группы численность КАБ-содержащих интернейронов в пластинках I и II увеличивалась. Также по данным вестерн-блоттинга, экспрессия КАБ в спинном мозгу после полета возрастала. Эти данные, как и преимущественно ядерная локализация КАБ в нейронах пластинок I-V, отсутствие иммунореактивности к КАБ в интернейронах области медиального края дорсального рога, уменьшение средней площади сечения КАБ-ИР-интернейронов пластинки II, увеличение средней площади сечения КАБ-ИР-интернейронов пластинок III, IV и V, обнаруженные у мышей полетной группы, свидетельствуют о дисбалансе в кальциевой буферной системе нервных клеток СМ. Очевидно, кальциевая система нейрональных функциональных модулей СМ, прежде всего моторного, подвергается в условиях космического полета существенным изменениям.

Полный текст

Известно, что во всех пластинках дорсального рога спинного мозга (СМ) у млекопитающих, включая человека, расположены интернейроны, содержащие кальбиндин (КАБ) [5, 6, 8, 9, 15, 20], который модулирует эффекты, возникающие в ответ на изменения внутриклеточной концентрации кальция, функционируя в качестве своеобразного буфера, обеспечивающего кальциевый гомеостаз [19]. В нервных клетках роль кальций-связывающих белков заключается в нейропротекции и связана с избирательной устойчивостью их к глутамат-индуцированной нейротоксичности [15, 18]. Показано, что дисфункция кальциевой буферной системы в сенсорных нейронах может приводить к их дегенерации [11]. Однако изменения КАБ-содержащих интернейронов спинного мозга под влиянием различных факторов мало изучены. Установлено, что после космического полета отмечаются морфофункциональные изменения в мотонейронах в поясничном отделе СМ [4, 12, 13]. Это объясняется изменением афферентных потоков от рецепторов мышц, участвующих в придании телу определенной позы. Межреберные мышцы, морфологические характеристики которых аналогичны указанной выше мускулатуре, также являются гравитационно-зависимыми: изменения частоты дыхания, дыхательного объема и легочной вентиляции в условиях микрогравитации рассматриваются как признаки функциональной «ваготомии» или частичной «деафферентации» [1]. Несмотря на это, влияние микрогравитации на нейроны грудного отдела СМ изучено явно недостаточно, хотя в единичных публикациях отмечаются разнонаправленные изменения их количественных и качественных характеристик, зависимые от расположения в сером веществе СМ и их функциональной организации [17]. Цель настоящей работы - исследование КАБ-содержащих интернейронов дорсального рога грудного отдела СМ мышей, находившихся в 30-суточном космическом полете на биоспутнике Бион-М1. Материал и методы. Для изучения локализации, морфометрической и иммуногистохимической характеристик интернейронов в СМ, а также экспрессии КАБ в СМ методом вестерн-блоттинга использованы самцы мышей C57/BL6. Животные экспериментальной - полетной группы (n = 3) находились в условиях микрогравитации в 30-суточном космическом полете биоспутника Бион-М1. Контрольную группу составили мыши (n = 3), находившиеся в то же время в наземных условиях вивария. По завершении эксперимента [2], животные были подвергнуты эвтаназии методом цервикальной дислокации. Материал брали через 12 ч с момента посадки спутника, в течение которых животные находились в условиях силы тяжести Земли. Эксперименты выполнены в соответствии с решением Комиссии по биомедицинской этике ГНЦ РФ-ИМБП РАН (протокол № 319 от 04.04.2013 г.), одобряющее проведение исследования по проекту «БИОН-М» № 1. Для исследования использованы ТIII-ТV сегменты СМ, которые фиксировали в 4% растворе параформальдегида на фосфатно-солевом буфере PBS, 0,01 М, pH 7,4, криопротекцию проводили в 30% растворе сахарозы. Из образцов СМ на криостате Shandon E (Thermo Scientific, Великобритания) готовили поперечные серийные срезы толщиной 14 мкм. Выявление интернейронов, cодержащих КАБ, проводили с использованием меченых антител [3]: первичные антитела (Abcam, Великобритания) - поликлональные кроличьи к КАБ, разведение 1:500; вторичные - ослиные антитела (Jackson ImmunoResearch Laboratories, США) к кроличьему иммуноглобулину G, конъюгированные с флюоресцеин-изотиоцианатом - FITC, разведение 1:100, флюоресцирующим в зеленой области спектра. Клетки всей популяции интернейронов окрашивали красителем, флюоресцирующим в красной области спектра, NeuroTrace Red Fluorescent Nissl Stains (Molecular Probes, США) разведение 1:200. После этого срезы отмывали в PBS и заключали в среду для иммунофлюоресценции VectaShield (Vector Laboratories, США). Для исключения неспецифической реакции часть срезов инкубировали без первичных и/или вторичных антител. При проведении вестерн-блоттинга образцы сегментов СМ гомогенизировали с буфером для лизиса. Каждый лизат разводили в буфере (Bio-Rad Laboratories Inc., США) и денатурировали при 95 ºС в течение 5 мин. Эквивалентное количество образцов было загружено и разделено электрофорезом в 10% полиакриламидном геле с последующим переносом на мембраны ПВДФ (PVDF-Star Transfermembran, AppliChem, Германия). Мембраны блокировали раствором, содержащим 3% обезжиренное сухое молоко (AppliChem, Германия) в TБСТ (трис-буфер на Твине 20): 0,1% Tween 20, 0,2 мМ Трис, 137 мМ NaCl; в течение 30 мин при комнатной температуре. После промывки в TБСТ мембраны инкубировали с первичными антителами (Abcam, Великобритания): поликлональные кроличьи к КАБ, разведение 1:5000 и к GAPDH (глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназа), разведение 1:2500 (Abcam, ab9485, Великобритания), в одном блокирующем растворе при 4 ºС в течение ночи. После промывки в ТБСТ мембраны инкубировали с вторичными антителами (козьи HRP-конъюгированные с анти-кроличьим IgG, Abcam, ab6721) в соотношении 1: 3000. Визуализацию белков проводили хемилюминесцентной детекцией (ECL Prime детектирующий реагент вестерн-блоттинга, BioRad) с гель-документирующей системой Syngene G:BOX Chemi XR5E (Syngene, Великобритания). Хемилюминесцентные сигналы были определены количественно при помощи программного обеспечения Gene Tools Gel Analysis (Syngene, Великобритания), и их оптическая плотность выражалась относительно GAPDH. Маркеры молекулярной массы белков были включены в каждый вестерн-блот-анализ. Препараты анализировали, используя микроскоп Олимпус BX43 (Olympus Corporation, Япония), оснащенный набором флюоресцентных фильтров-блоков. Изображения получали посредством охлаждаемой цифровой видеокамеры TСC-5.0ICE (Tucsen, Китай). Для выявления интернейронов использовали каждый 5-й из серийных срезов - всего 15 срезов каждого образца. На срезах изучали топографию КАБ-содержащих интернейронов дорсального рога СМ, устанавливая их положение в пластинках СМ, конфигурация которых соответствовала верхним грудным сегментам [16]. Число иммунореактивных (ИР) интернейронов и площадь сечения (ПС) КАБ-содержащих интернейронов проводили, используя программу Image J (NIH, США) на изображениях срезов, полученных под объективом 20×/0.50. Долю ИР-интернейронов определяли как их отношение к общему количеству интернейронов, выявленных в пластинках с использованием NeuroTrace Red, которое принимали за 100%. Анализу подлежали интернейроны, срез которых прошел через ядро с видимым ядрышком и с флюоресценцией, превышающей фоновое свечение. Для определения средних значений и их стандартных ошибок использовали программу Statistica, версия 10 (StatSoft, Inc., 2011). Для поиска различий средних величин применяли анализ вариаций ANOVA и считали их значимыми при P<0,05. Результаты исследования. Наибольшее количество выявленных флюорецентным методом интернейронов в дорсальном роге СМ контрольной и подопытной групп животных с сопоставимой массой тела (26,9±1,2 г и 28,9±1,7 г соответственно) располагались в пластинке II, наименьшее - в пластинке V и в области медиального края (ОМК) дорсального рога СМ - области расположения медиальных частей пластинок III, IV и V (табл. ). В полетной и контрольной группах различия количества интернейронов в пластинках II, III и IV не превышали 10%. У мышей, находящихся в стандартных условиях вивария (группа контроля) в дорсальном роге выявлены ИР-интернейроны на всех срезах СМ в пластинках I-V (рисунок, а-г). КАБ-ИР-интернейроны характеризовались яркой флюоресценцией нейроплазмы, проксимальных отделов волокон и отсутствием флюоресценции в ядре. Интенсивность свечения была одинаковой во всех ИР-интернейронах. В каждой из пластинок количество КАБ-ИР-интернейронов было всегда меньше, чем общее число интернейронов, выявленных красителем NeuroTrace Red Fluorescent Nissl Stains, и составляло в зависимости от пластинки: I - 19,4, II - 36,9, III-IV - 6, V - 10, ОМК - 28,2%. В пластинках I-II располагались ИР-интернейроны, которые имели округлую и веретеновидную форму, свечение было выявлено лишь в их телах (см. рисунок, а, б). В пластинках III-IV выявлены ИР-интернейроны, имевшие только веретеновидную форму с флюоресценцией, локализованной как в телах клеток, так и в их отростках (см. рисунок, в). ИР-отростки интернейронов пластинок III-IV распространялись в вентральном направлении к пластинке II и в вентромедиальном направлении к пластинке X. В пластинке V выявлены ИР-интернейроны треугольной и веретеновидной формы, расположенные параллельно дорсовентральной оси, флюоресцирующие отростки которых распространялись в дорсовентромедиальном направлении (см. рисунок, г). В ОМК дорсального рога СМ ИР-интернейроны характеризовались округлой и веретеновидной формой и флюоресцирующими отростками, ориентированными в дорсомедиальном направлении (см. рисунок, в). Подсчет КАБ-содержащих интернейронов показал (табл. 2), что в контрольной группе максимальное количество интернейронов было выявлено в пластинке II, а наименьшее число - в пластинках III-IV, V и в ОМК. Самыми крупными являлись ИР-интернейроны пластинки V, самыми мелкими - пластинок I и II, промежуточные размеры имели интернейроны ОМК и пластинок III-IV. У мышей полетной группы ИР-интернейроны выявлялись во всех пластинках дорсального рога, но не были обнаружены в ОМК дорсального рога СМ. В пластинках I и II на каждом срезе располагались КАБ-содержащие интернейроны веретеновидной (преимущественно в пластинке I) или округлой (преимущественно в пластинке II) формы (см. рисунок, д). Флюоресценция в них обнаружена в ядрах, которые, как правило, располагались центрально. В пластинках III-IV в интернейронах выявлялся КАБ во всех структурах клетки: более отчетливо - в ядре и менее - в нейроплазме и отростках (см. рисунок, д). Тела ИР-интернейронов пластинок III-IV были веретеновидной или треугольной формы. Однако на каждом срезе в области этих пластинок присутствовали огромные КАБ-содержащие клетки овальной или треугольной формы с центрально расположенным, относительно крупным ядром и иммунонегативным ядрышком (см. рисунок, е). От тела клеток отходило 5-6 толстых радиально направленных отростков. Отростки других ИР-интернейронов пластинок III-IV были тонкими, ветвились преимущественно в дорсовентромедиальном направлении. В пластинке V выявлялись КАБ-содержащие интернейроны, которые имели веретеновидную и треугольную форму, КАБ в них был локализован только в ядре. Подсчет ИР-интернейронов показал, что в полетной группе, как и в контрольной, максимальное количество клеток выявлялось в пластинке II, а наименьшее число - в пластинках III-IV, V (см. табл. ). В пластинках I и II число ИР-интернейронов в полетной группе превышало таковое в контроле на 71 и 62% соответственно, а в пластинках III-IV и V было меньше, чем в контроле - на 43 и 17% соответственно. Существенным было уже отмеченное выше отсутствие ИР-интернейронов в ОМК дорсального рога СМ. У мышей полетной группы ПС ИР-интернейронов в пластинках I-II была меньше чем в контроле. В пластинках III-IV и V ПС ИР-интернейронов значительно превышала контрольные значения в связи с обнаружением среди них незначительного количества КАБ-содержащих интернейронов, имевших огромные размеры. Экспрессия КАБ в СМ у контрольных мышей и после космического полета определялась методом вестерн-блоттинга, при этом в обеих группах выявлялись полосы, соответствующие молекулярной массе белка 28 килодальтон. Экспрессия белка значительно возрастала у мышей полетной группы по сравнению с таковой в контрольной (в 1,3 раза). Обсуждение полученных данных. Результаты проведенного исследования показали, что количество КАБ-позитивных интернейронов в различных пластинках СМ изменяется разнонаправленно. Однако в пластинах I и II число КАБ-ИР-интернейронов увеличивалось в большей степени, чем в других отделах. По данным вестерн-блоттинга, экспрессия КАБ увеличивается во время космического полета. Таким образом, общее количество КАБ-ИР-интернейронов после космического полета возрастает. Учитывая, что общее количество интернейронов, выявляемых в пластинках СМ флюоресцентным красителем в контрольной и полетных группах, существенно не различалось, выявленное изменение в количестве КАБ-содержащих интернейронов в полетной группе по сравнению с таковым в контрольной можно отнести к изменению функционального состояния этих клеток. Эти данные, как и преимущественно ядерная локализация КАБ в нейронах пластинок I-V, отсутствие ИР к КАБ в интернейронах ОМК дорсального рога, уменьшение ПС ИР-интернейронов пластинки II, увеличение ПС ИР-интернейронов пластинок III, IV, V, обнаруженные у мышей полетной группы, свидетельствуют о дисбалансе в кальциевой буферной системе нервных клеток СМ. Результаты проведенного исследования показали, что в дорсальном роге СМ мышей контрольной и полетной групп форма нейронов, содержащих КАБ, практически одинакова. Только в пластинках III-IV СМ у мышей полетной группы обнаружены единичные огромные ИР-интернейроны округлой и треугольной формы. Если отмечалось увеличение размеров единичных ИР-интернейронов III-IV пластинок дорсального рога СМ мышей, перенесших условия космического полета, то нейроны I и II пластинок имели значимо меньшую ПС по сравнению с контрольными значениями. При этом количество ИР-нейронов в пластинках I и II было значимо больше, чем в контроле. Увеличение объема клетки может свидетельствовать либо о гипертрофии, либо об изменении осмотических свойств. Увеличение экспрессии КАБ может быть связано с изменением ионной проницаемости мембраны, в частности для ионов кальция. Более того, увеличение числа КАБ-содержащих клеток может свидетельствовать об увеличении его экспрессии в ранее иммунонегативных клетках. В настоящее время не представляется возможным объяснить, с чем связано отсутствие КАБ в интернейронах ОМК дорсального рога серого вещества СМ у мышей полетной группы: при окраске флюоресцентным красителем не обнаружено ни существенных различий суммарного количества выявляемых в контрольной и полетной группах интернейронов, ни признаков их гибели. Возможно, это обусловлено неоднозначными изменениями афферентных потоков в условиях космического полета и проявлениями адаптационного синдрома. Вероятно, не случайно изменения выявлены в интернейронах поверхностной области дорcального рога, в которую включают пластинки I и II, связанные с центрами термо- и ноцицепции [10, 15], а также в интернейронах глубокой области дорсального рога - пластинки III, IV, V, ОМК, в которых располагается популяция премоторных нейронов, на которые проецируются сигналы первичных афферентных структур, связанных с механорецепторами [21]. Данные, что КАБ-интернейроны дорсального рога СМ являются возбуждающими, согласуются с исследованиями [9], выявившими меченые аспартатом (3H-D-aspartate) КАБ-содержащие интернейроны в пластинах I-IV и в области медиальной трети дорсального рога. Известно также, что производными V1-нейронов, которые образуются из прогениторных клеток, содержащих транскрипционные факторы Pax6/Dbx2/Nkx6.2, являются несколько субпопуляций проприоцептивных тормозных интернейронов, экспрессирующих КАБ и дающих аксональные проекции на мотонейроны: клетки Реншоу, интернейроны пластинки VII и глубокой области дорсального рога СМ [7]. При этом большинство V1 аксонных терминалей интернейронов СМ взрослых животных содержат глицин, треть клеток являются ГАМК-ергическими и в значительной части клеток выявляется солокализация этих нейротрансмиттеров. Ранее [17] сообщалось об отсутствии выявления КАБ в субпопуляции премоторных интернейронов вентрального рога СМ - в клетках Реншоу у мышей, перенесших 30-суточный космический полет. Результаты настоящего исследования свидетельствуют о проявлении этого феномена и в нейронах тех областей дорсального рога, где также локализуются премоторные интернейроны [14], т. е. отсутствие КАБ в нейронах ОМК дорсального рога СМ и уменьшение количества КАБ-содержащих интернейронов пластинок III, IV, V. Логично предположить, что выявленные в настоящем исследовании изменения в КАБ-содержащих нейронах затрагивают преимущественно субпопуляцию тормозных премоторных интернейронов. Проведенное исследование не предполагало изучение отдельных факторов космического полета (перегрузка при взлете и приземлении, влияние 30-cуточной микрогравитации, 12-часовая адаптация к земной гравитации и др.) на интернейроны дорсального рога СМ, а установило совокупное их влияние на кальциевую систему нейрональных функциональных модулей СМ, прежде всего - моторного, который подвергается в условиях космического полета существенным изменениям.
×

Об авторах

Валентина Вячеславовна Порсева

Ярославский государственный медицинский университет

Email: vvporseva@mail.ru
кафедра нормальной физиологии с биофизикой 150000, Ярославль, ул. Революционная, 5

Валентин Викторович Шилкин

Ярославский государственный медицинский университет

Email: shilkin39@mail.ru
кафедра нормальной физиологии с биофизикой 150000, Ярославль, ул. Революционная, 5

Андрей Анатольевич Стрелков

Ярославский государственный медицинский университет

Email: strelkov-yar@mail.ru
кафедра нормальной физиологии с биофизикой 150000, Ярославль, ул. Революционная, 5

Константин Юрьевич Моисеев

Ярославский государственный медицинский университет

Email: mky_yma@mail.ru
кафедра нормальной физиологии с биофизикой 150000, Ярославль, ул. Революционная, 5

Игорь Борисович Краснов

Институт медико-биологических проблем РАН

Email: krasib@yandex.ru
лаборатория гравитационной биологии 123007, Москва, Хорошевское шоссе, 76а

Петр Михайлович Маслюков

Ярославский государственный медицинский университет

Email: mpm@yma.ac.ru
кафедра нормальной физиологии с биофизикой 150000, Ярославль, ул. Революционная, 5

Список литературы

  1. Александрова Н. П., Донина Ж. А., Данилова Г. А. и др. Роль афферентной системы легких в механизмах компенсаторных реакций дыхательной системы в антиортостатическом положении // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2007. Т. 93, № 6. С. 670-677.
  2. Андреев-Андриевский А. А., Шенкман Б. С., Попова А. С. и др. Экспериментальные исследования на мышах по программе полета биоспутнкиа «Бион-М1» // Авиакосмическая и экологическая медицина. 2014. Т. 48, № 1. С. 14-27.
  3. Маслюков П. М., Коробкин А. А., Коновалов В. В. и др. Возрастное развитие кальбиндин-иммунопозитивных нейронов симпатических узлов крысы // Морфология. 2012. Т. 141, вып. 1. С. 77-80.
  4. Поляков И. В., Лоури О., Эджертон В. Р., Краснов И. Б. Гистохимия и морфология передних рогов спинного мозга крыс после 9-суточного космического полета // Авиакосмическая и экологическая медицина. 1995. Т. 29, № 1. С. 30-32.
  5. Порсева В. В., Шилкин В. В., Стрелков А. А., Маслюков П. М. Субпопуляции кальбиндин-иммунореактивных интернейронов дорсального рога спинного мозга мышей // Цитология. 2014. Т. 56, № 8. С. 612-618.
  6. Шилкин В. В., Порсева В. В., Маслюков П. М., Стрелков А. А. Влияние сенсорной депривации на кальбиндин содержащие нейроны дорсального рога серого вещества спинного мозга и чувствительного узла спинномозгового нерва белой крысы // Морфология. 2014. Т. 146, вып. 6. С. 26-32.
  7. Alvarez F. J., Jonas P. C., Sapir T. et al. Postnatal phenotype and localization of spinal cord V1 derived interneurons // J. Comp. Neurol. 2005. Vol. 493, № 2. Р. 177-192.
  8. Anelli R., Heckman C. J. The calcium binding proteins calbindin, parvalbumin, and calretinin have specific patterns of expression in the gray matter of cat spinal cord // Neurocytology. 2005. Vol. 34, № 6. Р. 369-385.
  9. Antal M., Polgar E., Chalmers J. et al. Different populations of parvalbumin- and calbindin-D28k-immunoreactive neurons contain GABA and accumulate 3H-D-Aspartate in the dorsal horn of the rat spinal cord // J. Comp. Neurol. 1991. Vol. 314, № 1. P. 114-124.
  10. Craig A. D., Zhang E. T., Blomqvist A. Association of spinothalamic lamina I neurons and their ascending axons with calbindinimmunoreactivity in monkey and human // Pain. 2002. Vol. 97, № 1-2. Р. 105-115.
  11. Gibbons S. J., Brorson J. R., Bleakman D. et al. Calcium influx and neurodegeneration // Ann. NY Acad. Sci. 1993. Vol. 679. P. 22-33.
  12. Krasnov I. B. Gravitational Neuromorphology // Advances in Space Biology and Medicine. 1994. Vol. 4. P. 85-110.
  13. Krasnov I. B., Polyakov I. V., Drobyshev V. I. Neuron-gliacapillary system in spinal cord of rats after 14-day space flight // The Physiologist. 1992. Vol. 35, № 1. Suppl., S.218-S.219.
  14. Levine A. J., Hinckley C. A., Hilde K. L. et al. Identification of a cellular node for motor control pathways // Nat. Neurosci. 2014. Vol. 17, № 4. P. 586-593.
  15. Lu Y., Perl E. R. Modular organization of excitatory circuits between neurons of the spinal superficial dorsal horn (laminae I and II) // J. Neurosci. 2005. Vol. 25, № 15. P. 3900-3907.
  16. Molander C., Xu Q., Rivero-Melian C., Grant G. Cytoarchitectonic organization of the spinal cord in the rat: II. The cervical and upper thoracic cord // J. Comp. Neurol. 1989. Vol. 289, № 3. P. 375-385.
  17. Porseva V. V., Shilkin V. V., Krasnov I. B., Masliukov P. M. Cal-bin din-D28k immunoreactivity in the mice thoracic spinal cord after space flight // Int. J. Astrobiol. 2015. Vol. 14, № 4. Р. 555- 562.
  18. Punnakkal P., von Schoultz C., Haenraets K. et al. Morphological, biophysical and synaptic properties of glutamatergic neurons of the mouse spinal dorsal horn // J. Physiol. 2014. Vol. 592, № 4. Р. 759-776.
  19. Schwaller B. The use of transgenic mouse models to reveal the functions of Ca2+ buffer proteins in excitable cells // Biochim. Biophys. Acta. 2012. Vol. 1820, № 8. P. 1294-1303.
  20. Sojka D., Zacharova G., Spicarova D., Palecek J. Changes of calcium binding protein expression in spinothalamic tract neurons after peripheral inflammation // Physiol. Res. 2010. Vol. 59, № 6. P. 1011-1017.
  21. Todd A. J. Neuronal circuitry for pain processing in the dorsal horn // Nat. Rev. Neurosci. 2010. Vol. 11, № 12. P. 823-836.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Эко-Вектор, 2017


Периодический печатный журнал зарегистрирован как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): № 0110212 от 08.02.1993.
Сетевое издание зарегистрировано как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): ЭЛ № ФС 77 - 84733 от 10.02.2023.