Влияние инфракрасной и зелёной фотобиомодуляции на количество MyoD-положительных клеток в соединительной ткани в очаге повреждения скелетной мышцы в процессе регенерации

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Обоснование. Воздействие лазерного облучения способствует более быстрой регенерации поперечнополосатой мышечной ткани за счёт усиления пролиферации и дифференцировки клеток. Эффективность фотобиомодуляции зависит от многих факторов, в том числе от объекта и продолжительности облучения, длины волны и мощности излучения. MyoD (myogenic differentiation) — транскрипционный фактор, регулирующий миогенез. Литературных данных о влиянии инфракрасной и зелёной фотобиомодуляции различной продолжительности на усиление функциональной активности MyoD-положительных клеток (MyoD+) и увеличение их числа в очаге повреждения мы не обнаружили. При этом поиск методов восстановления скелетных мышечных волокон после повреждения по-прежнему остаётся актуальным.

Цель исследования — проанализировать влияние лазеров инфракрасного и зелёного спектра на количество MyoD+ клеток в соединительной ткани в очаге повреждения скелетной мышцы.

Методы. Исследование проведено на 208 крысах (самцы линии Wistar), разделённых на 6 экспериментальных групп: контроль (0 группа, n = 8); резаная рана мышцы (I группа, n = 40); резаная рана мышцы с последующим кратковременным (60 с) воздействием инфракрасного лазера на область раны (II группа, n = 40); резаная рана с продолжительным (180 с) воздействием инфракрасного лазера (III группа, n = 40); резаная рана с кратковременным (60 с) воздействием зелёным лазером (IV группа, n = 40); резаная рана с продолжительным (180 с) воздействием зелёным лазером (V группа, n = 40). Лазерное облучение проводили однократно в непрерывном режиме, сразу после повреждения мышцы. На гистологических срезах, окрашенных гематоксилином и иммуногистохимическим методом с использованием антител к MyoD, подсчитывали количество MyoD+ клеток на 1 мм2 площади среза в очаговой зоне повреждённой поперечнополосатой скелетной мышцы на 1, 3, 7, 14 и 30 сутки наблюдения.

Результаты. Установлено, что после фотобиомодуляции увеличивается число ядер в соединительной ткани очаговой зоны повреждения на разных сроках эксперимента. При этом количество MyoD+ клеток на 1 мм2 значительно увеличивается спустя 1 сутки после кратковременной фотобиомодуляции зелёного и инфракрасного спектра. Наиболее выраженное стимулирующее влияние на MyoD+ клетки выявлено после кратковременного облучения зелёным лазером.

Заключение. Использование зелёной и инфракрасной фотобиомодуляции приводит к раннему увеличению числа MyoD+ клеток в соединительной ткани в очаге повреждения скелетной мышцы. Наиболее выраженное увеличение числа клеток, дифференцирующихся в миогенном направлении, установлено у крыс после кратковременной фотобиомодуляции зелёным лазером.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Ростислав Винерович Тахавиев

Южно-Уральский государственный национальный исследовательский университет

Email: rkenpachi@bk.ru
ORCID iD: 0000-0002-8994-570X
SPIN-код: 9619-9800
Россия, Челябинск

Геннадий Васильевич Брюхин

Южно-Уральский государственный национальный исследовательский университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: bgenvas@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-3898-766X
SPIN-код: 7691-8383

д-р мед. наук, профессор

Россия, Челябинск

Елена Станиславовна Головнева

Южно-Уральский государственный национальный исследовательский университет

Email: micron30@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-6343-7563
SPIN-код: 1728-1640

д-р мед. наук, доцент

Россия, Челябинск

Список литературы

  1. Lebedeva AI, Muslimov SA, Vagapova VSh, Shcherbakov DA. Morphological aspects of the regeneration of skeletal muscle tissue induced by allogeneic biomaterial. Practical medicine. 2019;17(1):98–102. (In Russ.) doi: 10.32000/2072-1757-2019-1-98-102 EDN: ZAQPKP
  2. Odintsova IA, Chepurnenko MN, Komarova AS. Myogenic satellite cells are a cambial reserve of muscle tissue. Genes & Cells. 2014;9(1):6–14. (In Russ.) doi: 10.23868/gc120237 EDN: SKAGZF
  3. Shurygin MG, Bolbat AV, Shurygina IA. Myogenic satellite cells as a source of muscle tissue regeneration. Fundamental research. 2015;1(8):1741–1746. (In Russ.) EDN: TXQNRL
  4. Yang X, Yang S, Wang C, Kuang S. The hypoxia-inducible factors HIF1a and HIF2a are dispensable for embryonic muscle development but essential for postnatal muscle regeneration. J Biol Chem. 2017;292(14):5981–5991. doi: 10.1074/jbc.M116.756312
  5. Cirillo F, Resmini G, Angelino E, et al. HIF-1a directly controls WNT7A expression during myogenesis. Front Cell Dev Biol. 2020;8:593508. doi: 10.3389/fcell.2020.593508
  6. Kuang S, Gillespie MA, Rudnicki MA. Niche regulation of muscle satellite cell self-renewal and differentiation. Cell Stem Cell. 2008;2(1):22–31. doi: 10.1016/j.stem.2007.12.012
  7. Chang NC, Rudnicki MA. Satellite cells: the architects of skeletal muscle. Curr Top Dev Biol. 2014;107:161–181. doi: 10.1016/B978-0-12-416022-4.00006-8
  8. Fujita R, Mizuno S, Sadahiro T, et al. Generation of a MyoD knock-in reporter mouse line to study muscle stem cell dynamics and heterogeneity. iScience. 2023;26(5):106592. doi: 10.1016/j.isci.2023.106592
  9. Bisceglie L, Hopp AK, Gunasekera K, et al. MyoD induces ARTD1 and nucleoplasmic poly-ADP-ribosylation during fibroblast to myoblast transdifferentiation. iScience. 2021;24(5):102432. doi: 10.1016/j.isci.2021.102432
  10. Fan SH, Li N, Huang KF, et al. MyoD over-expression rescues GST-bFGF repressed myogenesis. Int J Mol Sci. 2024;25(8):4308. doi: 10.3390/ijms25084308
  11. Zhang K, Sha J, Harter ML. Activation of Cdc6 by MyoD is associated with the expansion of quiescent myogenic satellite cells. J Cell Biol. 2010;188(1):39–48. doi: 10.1083/jcb.200904144
  12. Xie S, Skotheim JM. Cell-size control: Chromatin-based titration primes inhibitor dilution. Curr Biol. 2021;31(19):R1127–R1129. doi: 10.1016/j.cub.2021.08.031
  13. Gu Q, Wang L, Huang F, Schwarz W. Stimulation of TRPV1 by green laser light. Evid Based Complement Alternat Med. 2012; 2012:857123. doi: 10.1155/2012/857123
  14. Rhind N. Cell-size control. Curr Biol. 2021;31(21):R1414–R1420. doi: 10.1016/j.cub.2021.09.017
  15. Weintraub H, Davis R, Tapscott S, et al. The MyoD gene family: nodal point during specification of the muscle cell lineage. Science. 1991;251(4995):761–766. doi: 10.1126/science.1846704
  16. Tapscott SJ, Weintraub H. MyoD and the regulation of myogenesis by helix-loop-helix proteins. J Clin Invest. 1991;87(4):1133–1138. doi: 10.1172/JCI115109
  17. Timimi ZA. The impact of 980nm diode laser irradiation on the proliferation of mesenchymal stem cells derived from the umbilical cord’s. Tissue Cell. 2024;91:102568. doi: 10.1016/j.tice.2024.102568
  18. Gong C, Lu Y, Jia C, Xu N. Low-level green laser promotes wound healing after carbon dioxide fractional laser therapy. J Cosmet Dermatol. 2022;21(11):5696–5703. doi: 10.1111/jocd.15298
  19. da Silveira Campos RM, Dâmaso AR, Masquio DCL, et al. The effects of exercise training associated with low-level laser therapy on biomarkers of adipose tissue transdifferentiation in obese women. Lasers Med Sci. 2018;33(6):1245–1254. doi: 10.1007/s10103-018-2465-1
  20. Bölükbaşı Ateş G, Ak A, Garipcan B, Gülsoy M. Photobiomodulation effects on osteogenic differentiation of adipose-derived stem cells. Cytotechnology. 2020;72(2):247–258. doi: 10.1007/s10616-020-00374-y
  21. Abrahamse H, Crous A. Photobiomodulation effects on neuronal transdifferentiation of immortalized adipose-derived mesenchymal stem cells. Lasers Med Sci. 2024;39(1):257. doi: 10.1007/s10103-024-04172-2
  22. Oswald MCW, Garnham N, Sweeney ST, Landgraf M. Regulation of neuronal development and function by ROS. FEBS Lett. 2018;592(5):679–691. doi: 10.1002/1873-3468.12972
  23. Bergstrom DA, Penn BH, Strand A, et al. Promoter-specific regulation of MyoD binding and signal transduction cooperate to pattern gene expression. Mol Cell. 2002;9(3):587–600. doi: 10.1016/s1097-2765(02)00481-1
  24. Choi J, Costa ML, Mermelstein CS, et al. MyoD converts primary dermal fibroblasts, chondroblasts, smooth muscle, and retinal pigmented epithelial cells into striated mononucleated myoblasts and multinucleated myotubes. Proc Natl Acad Sci USA. 1990;87(20):7988–7992. doi: 10.1073/pnas.87.20.7988
  25. Dall’Agnese A, Caputo L, Nicoletti C, et al. Transcription factor-directed re-wiring of chromatin architecture for somatic cell nuclear reprogramming toward trans-differentiation. Mol Cell. 2019;76(3):453–472.e8. doi: 10.1016/j.molcel.2019.07.036
  26. Rosenberg MI, Georges SA, Asawachaicharn A, et al. MyoD inhibits Fstl1 and Utrn expression by inducing transcription of miR- 206. J Cell Biol. 2006;175(1):77–85. doi: 10.1083/jcb.200603039
  27. Conerly ML, Yao Z, Zhong JW, et al. Distinct activities of Myf5 and MyoD indicate separate roles in skeletal muscle lineage specification and differentiation. Dev Cell. 2016;36(4):375–385. doi: 10.1016/j.devcel.2016.01.021
  28. Zaret KS. Pioneer transcription factors initiating gene network changes. Annu Rev Genet. 2020;54:367–385. doi: 10.1146/annurev-genet-030220-015007
  29. Maves L, Waskiewicz AJ, Paul B, et al. Pbx homeodomain proteins direct Myod activity to promote fast-muscle differentiation. Development. 2007;134(18):3371–3382. doi: 10.1242/dev.003905
  30. Casey BH, Kollipara RK, Pozo K, Johnson JE. Intrinsic DNA binding properties demonstrated for lineage-specifying basic helix-loop-helix transcription factors. Genome Res. 2018;28(4):484–496. doi: 10.1101/gr.224360.117
  31. Forcales SV, Albini S, Giordani L, et al. Signal-dependent incorporation of MyoD-BAF60c into Brg1-based SWI/SNF chromatin-remodelling complex. EMBO J. 2012;31(2):301–316. doi: 10.1038/emboj.2011.391
  32. Harada A, Okada S, Konno D, et al. Chd2 interacts with H3.3 to determine myogenic cell fate. EMBO J. 2012;31(13):2994–3007. doi: 10.1038/emboj.2012.136
  33. Dilworth FJ, Seaver KJ, Fishburn AL, et al. In vitro transcription system delineates the distinct roles of the coactivators pCAF and p300 during MyoD/E47-dependent transactivation. Proc Natl Acad Sci U S A. 2004;101(32):11593–11598. doi: 10.1073/pnas.0404192101
  34. Misteli T. The Self-Organizing Genome: Principles of Genome Architecture and Function. Cell. 2020;183(1):28–45. doi: 10.1016/j.cell.2020.09.014
  35. Harada A, Mallappa C, Okada S, et al. Spatial re-organization of myogenic regulatory sequences temporally controls gene expression. Nucleic Acids Res. 2015;43(4):2008–2021. doi: 10.1093/nar/gkv046

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. MyoD+ клетки (отмечены *) в очаге повреждения скелетной мышцы у крыс на 14-е сутки эксперимента — увеличение количества MyoD+ клеток: a — после моделирования резаной травмы (I группа); b — после длительной инфракрасной фотобиомодуляции области раны; c — после длительного зелёного лазерного облучения области раны. Окраска гематоксилином и MyoD-специфическими антителами; увеличение ×1000 (объектив ×100, окуляр ×10).

Скачать (623KB)
Метаданные
3. Рис. 2. MyoD-положительные клетки (обозначены *) в очаге повреждения скелетной мышцы у крыс на 7-е сутки эксперимента — высокий уровень экспрессии MyoD в клетках в составе мышечных волокон и сниженный в клетках соединительной ткани, окружающей мышечные волокна: a, c — после зелёной фотобиомодуляции; b — после кратковременной инфракрасной фотобиомодуляции. Окраска гематоксилином и MyoD-специфическими антителами; увеличение ×1000 (объектив ×100, окуляр ×10).

Скачать (657KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2025

Ссылка на описание лицензии: https://eco-vector.com/for_authors.php#07
Периодический печатный журнал зарегистрирован как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): № 0110212 от 08.02.1993.
Сетевое издание зарегистрировано как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): ЭЛ № ФС 77 - 84733 от 10.02.2023.