MORPHOMETRIC PROPERTIES OF DORSAL CLARKE’S NUCLEI IN ROSTRAL SEGMENTS OF LUMBAR PORTION OF SPINAL CORD IN CAT



Cite item

Full Text

Abstract

Morphometric properties of Clarke’s nuclei and their distribution in gray matter of the cat’s spinal cord were investigated using the methods of histochemical acetylcholinesterase demonstration, immunolabelling of non-phosphorylated domains of heavy neurofilament chains (SMI-32) and Klüver-Barrera technique for myelinated fiber demonstration. As a result of this research, averaged metric maps for LI-LIV lumbar segments of the spinal cord with Clarke’s nuclei boundaries were constructed based on the data received on 5 cats. The work provides information essential for precise stereotaxic access to Clarke’s nuclei in future fundamental and applied studies.

Full Text

Дорсальные ядра Кларка (nucl. dorsalis) - симметричные относительно центрального канала образования, расположенные на уровне нижних грудных и верхних поясничных сегментов; являются важным элементом дорсального спинно-мозжечкового тракта [4, 11, 13, 4]. В ядра Кларка поступают сенсорные афферентные волокна Ia и II типа от мышечных веретён и Ib типа - от сухожилия, кожные афферентные волокна [10-12]. Эти ядра обеспечивают интеграцию сенсорного и нисходящего кортико-спинального путей [5, 9]. Ядро Кларка было описано более 150 лет назад [7], почти через 100 лет B. Rexed [14] создал атлас спинного мозга кошки, в котором указал положение этого ядра, и до сих пор для стереотаксического доступа к ядру Кларка используется именно этот атлас. Не снижающийся интерес к спинно-мозжечковым взаимодействиям при контроле локомоции и поддержании позы [9, 10], а также использование ядер Кларка в качестве модели для изучения ретроградной дегенерации при поражении спинного мозга [17, 18] диктуют необходимость уточнения морфометрических характеристик этих ядер, что и стало целью данной работы. Материал и методы. Исследование проведено в соответствии с требованиями Директивы Совета Европейского Парламента по защите животных, используемых для экспериментальных и других научных целей (2010/63EU) и с одобрения комиссии по этике Института физиологии им. И. П. Павлова РАН. В работе использованы образцы спинного мозга 6 взрослых кошек обоего пола. Под глубоким общим наркозом (изофлуран 5% в смеси с кислородом) животные были транскардиально перфузированы последовательно 0,9% раствором натрия хлорида и 4% параформальдегидом на 0,1 М фосфатном буфере (pH 7,4). Затем спинной мозг извлекали из позвоночного канала и разделяли на сегменты на основании локализации зон входа дорсальных корешков (части сегментов, содержащие корешки, являются их корешковыми зонами). Бескорешковые участки сегментов, расположенные между соседними корешковыми участками, мы относили к более каудальному сегменту. Ядро Кларка исследовали на уровне сегментов LI-LIV. Эти сегменты спинного мозга последовательно пропитывали растворами 20 и 30% сахарозы для приготовления срезов толщиной 50 мкм с помощью замораживающего микротома Leica CM-3050S (Leica, Германия) или растворами этанола восходящей концентрации и петролейным эфиром, после чего заливали в парафин и на микротоме МПС-2 (SM-2010R, Германия) делали срезы толщиной 10 мкм. Локализацию ядер Кларка определяли, используя комплекс методик: 1) гистохимическое выявление ацетилхолинэстеразы (АХЭ), при котором ядра имеют вид локусов с низким уровнем активности фермента [16]; 2) иммуногистохимическое выявление нефосфорилированных доменов тяжёлых цепей нейрофиламентов (антитела SMI-32) - маркёра крупных нейронов и, в частности, клеток ядра Кларка [8]; 3) выявление миелиновых волокон [3, 6]. Первые 2 методики выполняли на замороженных срезах, последнюю - на парафиновых. На поперечных замороженных срезах выявляли АХЭ с помощью модифицированной гистохимической методики Карновского-Рута [15] и нефосфорилированные тяжёлые домены нейрофиламентов антителами SMI-32 с помощью непрямого иммуногистохимического метода. Подробно обе методики описаны ранее [1, 2]. Парафиновые срезы обрабатывали методом Клювера-Барреры, позволяющим комбинировать окраску миелиновых волокон (краситель люксоль синий прочный) с окраской нейронов по методу Ниссля (краситель крезиловый фиолетовый) на одном и том же срезе [3, 6]. После депарафинирования стекла со срезами помещали в 1% спиртовой раствор люксоля синего прочного (Chroma-Gesellschaft Schmidt and Co., Германия) в плотно закрытой посуде в термостат (56 ºС) на 12 ч. Затем промывали последовательно в этаноле и воде и дифференцировали в 0,05% растворе карбоната лития (Sigma-Aldrich, США) до отчетливой визуализации миелиновых волокон, контролируя процесс под микроскопом. После этого срезы промывали в воде, докрашивали подогретым (40 ºС) подкисленным 4,1% раствором крезилового фиолетового (Sigma-Aldrich, США), дифференцировали в этаноле возрастающей концентрации, просветляли в ксилоле и заключали под покровные стекла, используя синтетическую среду BioMount (BioOptica, Италия). Оцифровку срезов и морфометрический анализ проводили с помощью установки, оснащенной световым микроскопом Olympus CX41 (Olympus Corporation, Япония) и камерой Canon (Canon Inc, Япония). Начальная обработка изображений включала: контрастирование и обводку контуров. В случае срезов, обработанных по методу Клювера-Барреры, чтобы лучше были видны нейроны на полутоновых изображениях, использовали негативные изображения (инвертированные по яркости). Морфометрический анализ срезов, обработанных для выявления АХЭ, проводили используя программу ImageJ на 14-26 срезах от каждого животного. Изображения срезов выравнивали вдоль медиолатеральной и дорсовентральной осей, после чего определяли пространственные координаты ядер Кларка. Для этого к четырём сторонам ядра проводили касательные, параллельные дорсовентральной и медиолатеральной осям спинного мозга. Затем ядро делили в дорсовентральной плоскости на 3 части; точки пересечения разделяющих линий и перпендикулярных им касательных являлись точками интереса: дорсомедиальной (ДМ), дорсолатеральной (ДЛ), вентромедиальной (ВМ) и вентролатеральной (ВЛ) соответственно (рис. 1, а, б). Началом отсчёта для оси X была середина центрального канала, а для оси Y - дорсальная граница белого вещества. Результаты определения пространственных координат точек ДМ, ДЛ, ВМ и ВЛ для разных половин спинного мозга усредняли. На основании этих данных строили масштабную линейку, позволяющую создать метрические карты сегментов. Контуры сегментов на этих картах, равно как и границы ядер Кларка, получали, усредняя контуры и границы всех срезов данного сегмента у 5 животных. Исследования проведены с использованием оборудования Ресурсного центра молекулярных и клеточных технологий Санкт-Петербургского государственного университета. Результаты исследования. На поперечных срезах при гистохимическом выявлении АХЭ ядро Кларка выглядит как светлая область, лишённая продукта реакции (см. рис. 1, в; 2, б-е). На срезах, меченных антителами SMI-32, ядро Кларка содержит интенсивно окрашенные крупные нейроны, большинство которых локализуются в ВМ его части, а границы ядра четкие благодаря замкнутому кольцу неокрашенных волокон (см. рис. 2, г). На срезах, окрашенных по методу Клювера-Барреры, видно, что это кольцо состоит из безмиелиновых или слабо миелиновых волокон (см. рис. 1, д). Внутри этого кольца находятся пучки поперечно срезанных волокон с толстой миелиновой оболочкой, особенно плотно расположенные в ДЛ части ядра. Большинство нейронов, докрашенных крезиловым фиолетовым, на этих срезах так же, как и при выявлении SMI-32 клетки, были обнаружены в ВМ-части ядра (см. рис. 1, е). Таким образом, приступая к составлению метрических карт серого вещества спинного мозга и ядер Кларка, мы были уверены в точности их локализации. Поскольку наиболее чётко ядро Кларка выявляется с помощью реакции на АХЭ, метрические карты мы строили на базе срезов, обработанных именно по этой методике. Первое, что бросается в глаза при сопоставлении срезов разных сегментов спинного мозга, это изменение положения ядра в пространстве серого вещества. В сегментах LI- LIII ядра Кларка правой и левой сторон спинного мозга расположены почти прямо на срединной границе, от которой они отделены узкой полоской волокон (см. рис. 1, в; 2, б-г) (это подтверждается при использовании метода Клювера-Барреры, см. рис. 1, г). Между ядрами и дорсальным краем серого вещества в области срединной линии на большинстве срезов видны слой волокон и тонкая полоска серого вещества. На более каудальных уровнях мозга ядра смещаются в латеральном направлении (см. рис. 2, д, е). Поскольку в рострокаудальном направлении происходит расширение спинного мозга (см. рис. 2, а), это приводит к изменению формы ядер: от шаровидной - на уровне LI-LII до эллиптической (или даже линзовидной) - на уровне LIV. Наибольшие изменения формы имеются именно в этом сегменте (см. рис. 2, д, е). Вместе с трансформацией контура серого вещества меняется и ориентация длинной оси ядер Кларка: они становятся направленными под всё более острым углом к срединной линии. Вместе взятые, эти факторы значительно затрудняют картирование ядер Кларка в электрофизиологическом эксперименте. Для уточнения локализации ядрá мы исследовали динамику изменения пространственных координат точек ДМ, ДЛ, ВМ и ВЛ в разных сегментах спинного мозга. Значение координаты X отражает расстояние между этими четырьмя точками и центральным каналом; значение координаты Y - расстояние между точками и дорсальной границей белого вещества. Расстояние между центральным каналом и точками ДЛ/ВЛ нарастает почти линейно, а точками ДМ/ВМ - по экспоненте (см. рис. , ж). Расстояние между точками ДМ, ДЛ, ВМ и ВЛ и дорсальной границей белого вещества меняется слабо; увеличение расстояния выявлено только для точки ДМ (см. рис. 2, з). Эти данные подтверждают факт поворота длинной оси ядра Кларка и его смещения в ДЛ-направлении в сегменте LIV. Получены итоговые метрические карты сегментов LI-LIV спинного мозга, построенные на базе усреднённых контуров срезов разных сегментов спинного мозга и усреднённых (рис. 3) пространственных координат четырех реперных точек у 5 кошек. Обсуждение полученных данных. В результате проведенной работы составлены метрические карты поперечных срезов спинного мозга на уровнях первых четырёх поясничных сегментов с нанесёнными на них границами ядер Кларка. Эти карты отличаются от известных карт B. Rexed [14] по двум пунктам. Во-первых, мы показали, что на наиболее ростральном уровне поясничного отдела (сегменты LI-LII) ядра Кларка двух половин cпинного мозга разделены лишь волокнами; от дорсального края серого вещества они отделены узкой полоской серого вещества. При этом на схеме B. Rexed [14] между медиальными границами соседних ядер расположена пластина X, а между ядрами и дорсальным краем серого вещества - довольно широкая (составляющая 1/3-1/2 от высоты ядра Кларка) пластина V. Во-вторых, в отличие от B. Rexed [14], показавшего уменьшение медиолатеральной протяжённости ядер Кларка в сегментах LIII и LIV, мы выявили её приращение, а также уплощение ядер и их смещение в ДЛ-направлении. Эти отличительные особенности очевидны при использовании методик выявления АХЭ, миелина и нейрофиламентов. В работе M. Aoyama и соавт. [4] нейроны, посылающие волокна в мозжечок, были показаны за пределами «классических» границ ядра Кларка: в частности, в сером веществе дорсальнее центрального канала (т. е. в пластине V по B. Rexed [14]). Полагаем, что это является ещё одним свидетельством в пользу того, что дорсальная граница ядер Кларка на схеме B. Rexed [14] была смещена в вентральном направлении. Рассчитываем, что представленная схема будет способствовать более точному стереотаксическому доступу к ядрам Кларка и поможет при их изучении в фундаментальных и прикладных исследованиях. Работа проведена при поддержке гранта РФФИ (РФФИ грант № 16-04-01791-А) и Российского Научного Фонда (РНФ грант № 14-15-00788, анализ материалов, полученных с использованием иммуногистохимического маркера нефосфорилированных доменов тяжёлых цепей нейрофиламентов, проводимый Вещицким А. А.). Коллектив авторов благодарит проф. R. Veh (Institut für Anatomie der Charité, Humboldt-Universität Berlin, Germany) за помощь при постановке гистохимического метода выявления ацетилхолинэстеразы. Авторы также благодарят Е. Ю. Баженову и Н. В. Павлову за помощь в обработке гистологического материала, а также М. А. Кутуеву за помощь при работе с животными.
×

About the authors

N. S. Merkulyeva

I. P. Pavlov Institute of Physiology

Email: mer-natalia@yandex.ru

A. A. Veshchitskiy

I. P. Pavlov Institute of Physiology

Email: veschickiyalex@mail.ru

P. Yu. Shkorbatova

I. P. Pavlov Institute of Physiology

Email: polinavet@yandex.ru

B. S. Shenkman

Email: bshenkman@mail.ru

P. E. Musienko

Research Institute of Phthisiopulmonology; Institute of Biomedical Problems

Email: pol-spb@mail.ru

F. N. Makarov

I. P. Pavlov Institute of Physiology

Email: felixmakarov@mail.ru

References

  1. Меркульева Н. С., Михалкин А. А., Вещицкий А. А. Особенности распределения ацетилхолинэстеразы в заднелатеральном ядре таламуса кошки // Морфология. 2015. Т. 148, вып. 4. С. 46-48.
  2. Меркульева Н. С., Михалкин А. А., Никитина Н. И. и др. Формирование Y нейронов зрительной системы кошки во время раннего постнатального онтогенеза под влиянием бинокулярной ритмической световой стимуляции // Морфология. 2014. Т. 145, вып. 1. С. 13-18.
  3. Сухорукова Е. Г., Григорьев И. П., Кирик О. В., Коржевский Д. Э. Дополнительные гистологические и иммуноцитохимические методы, используемые при изучении нейродегенерации // Молекулярная нейроморфология. Нейродегенерация и оценка реакции нервных клеток на повреждение. СПб.: СпецЛит, 2015. С. 87-105.
  4. Aoyama M., Hongo T., Kudo N. Sensory input to cells of origin of uncrossed spinocerebellar tract located below Clarke’s column in the cat // J. Physiol. 1988. Vol. 398. P. 233-257.
  5. Arber S. Motor circuits in action: specification, connectivity, and function // Neuron. 2012. Vol. 74. P. 975-989.
  6. Bancroft J. D., Gamble M. Theory and Practice of Histological Techniques. Amsterdam: Elsevier Health Sciences, 2008.
  7. Clarke J. L. Further researches on the gray substance of the spinal cord // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 1859. Vol. 149. P. 437-467.
  8. Clowry G. J., Moss J. A., Clough R. L. An immunohistochemical study of the development of sensorimotor components of the early fetal human spinal cord // J. Anat. 2005. Vol. 207. P. 313-324.
  9. Hantman A. W., Jessell T. M. Clarke’s column neurons as the focus of a corticospinal corollary circuit // Nature Neurosci. 2010. Vol. 13. P. 1233-1240.
  10. Jankowska E. Spinal interneuronal networks in the cat: elementary components // Brain Res. Rev. 2008. Vol. 57. P. 46-55.
  11. Mann M. D. Clarke’s column and the dorsal spinocerebellar tract: a review // Brain Behav. Evol. 1973. Vol. 7. P. 34-83.
  12. Maxwell D. J., Christie W. M., Ottersen O. P. et al. Terminals of group Ia primary afferent fibres in Clarke’s column are enriched with L-glutamate-like immunoreactivity // Brain Res. 1990. Vol. 510. P. 346-350.
  13. Petras J. M., Cummings J. F. The Origin of spinocerebellar pathways. I. The nucleus centrobasalis of the cervical enlargement and the nucleus dorsalis of the thoracolumbar spinal cord // J. Comp. Neurol. 1977. Vol. 173. P. 693-716.
  14. Rexed B. A cytoarchitectonic atlas of the spinal cord in the cat // J. Comp. Neurol. 1954. Vol. 100. P. 297-379.
  15. Schatz C. R., Geula C., Morecraft R. J. et al. A one-step cobalt-ferrocyanide method for histochemical demonstration of acetylcholinesterase activity in central nervous system tissue // Histochem. Cytochem. 1992. Vol. 40. P. 431-434.
  16. Silver A., Wolstencroft J. H. The distribution of cholinesterases in relation to the structure of the spinal cord in the cat // Brain Res. 1971. Vol. 34. P. 205-227.
  17. Takahashi K., Schwarz E., Ljubetic C. et al. DNA plasmid that codes for human bcl-2 gene preserves axotomized Clarke’s nucleus neurons and reduces atrophy after spinal cord hemisection in adult rats // J. Comp. Neurol. 1999. Vol. 404. P. 159-171.
  18. Yick L. W., Cheung P.-T., So K.-F. et al. Axonal regeneration of Clarke’s neurons beyond the spinal cord injury scar after treatment with chondroitinase ABC // Exp. Neurol. 2003. Vol. 182. P. 160-168.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML

Copyright (c) 2016 Eco-Vector



Периодический печатный журнал зарегистрирован как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): 0110212 от 08.02.1993.
Сетевое издание зарегистрировано как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): ЭЛ № ФС 77 - 84733 от 10.02.2023.