The density of the location of MyoD− and MyoD+ nuclei in muscle fibers of regenerating skeletal muscle tissue: influence of photobiomodulation

Full Text

ОБОСНОВАНИЕ

Миосателлитоциты – клетки камбиального резерва скелетной мышечной ткани, ядра которых составляют 2- 10% от всех ядер мышечных волокон интактной скелетной мышцы [1, 2]. Проведенные ранее исследования свидетельствуют об отсутствии полноценного восстановления мышечного компонента после повреждения поперечно-полосатой скелетной мышечной ткани [3], вследствие относительно малого количества миосателлитоцитов и высокой активности фибробластов. В то же время, согласно современным представлениям, в процессе регенерации скелетной мышечной ткани принимают участие клетки соединительной ткани, в том числе, макрофаги, тучные клетки, фибробласты [2, 3]. В результате происходит образование рубца – регенерата с немалой долей соединительной ткани, что негативно сказывается на функциональном состоянии скелетной мышцы.

 Неактивные миосателлитоциты скелетной поперечнополосатой мышечной ткани экспрессируют Pax-7, c-met, сиаломуцин CD34, синдекан 3, Sox8, Sox15 и другие факторы [1, 2, 4]. При повреждении скелетных мышц происходит активация миосателлитоцитов с их последующей пролиферацией (симметричной / ассиметричной) и дифференцировкой, в соответствии с нуждами участка регенерирующей скелетной поперечнополосатой мышечной ткани [5]. При этом, миосателлитоциты начинают экспрессировать факторы, принадлежащие к группе миогенных активаторов (MyoD, Myf5), контроль за уровнем экспрессии которых осуществляется транскрипционными активаторами MASTR и MRTF-A [6].

Лазерное облучение является перспективным способом индукции внутриклеточных процессов, что находит своё отражение в стимуляции пролиферации клеток различных тканей и органов посредством поглощения лазерного излучения тканевыми акцепторами [7], в том числе, в коже [8], в скелетных мышцах [9, 10, 11] и в костях [12, 13]. Акцепторы – молекулы и вещества в составе тканей, поглощающие лазерное излучение. В качестве первичных акцепторов лазерного излучения выступает ряд веществ с разным спектром поглощения, каждое из которых может запускать каскады событий на клеточном уровне [7, 9, 12]. Так, лазерное облучение приводит к ускорению восстановления поврежденной ткани [7, 8, 9]. Установлено, что, лазерное излучение, поглощенное акцепторами внутри клеток запускает в них различные процессы, в зависимости от длины волны лазерного излучения, мощности и длительности облучения [9]. Так, инфракрасное лазерное облучение оказывает противовоспалительное действие в тканях, способствует изменению активности ферментов, стимуляции синтеза АТФ и цАМФ в клетках [14], способно снизить проявления некроза в скелетных мышцах [15].

В то же время облучение зеленым лазерным излучением является малоизученным физическим фактором, эффекты от применения которого еще предстоит выяснить. В настоящее время известны предпосылки, указывающие на возможный эффект зеленой фотомодуляции на скелетную поперечнополосатую мышечную ткань. Установлено, что гем-содержащие белки, в том числе миоглобин, являются акцепторами лазерного излучения зеленой области спектра [16, 17], поэтому эффект зеленой фотомодуляции может быть обусловлен высокой степенью васкуляризации скелетной мышечной ткани. Кроме того, зеленая фотомодуляция способствует активации кальциевых [18] и других [19] ионных каналов, пролиферации мезенхимных стволовых клеток [20, 21], миграции, дифференцировке клеток [13], усилению синтеза коллагена [22] и снижению экспрессии COL-1 фибробластами [23].

Влияние фотомодуляции зеленого спектра на количественные характеристики ядер скелетного мышечного волокна не изучалось. При этом, ранее не осуществлялось сравнение эффектов инфракрасного и зеленого лазерного облучения в процессе репаративной регенерации скелетных мышечных волокон.

ЦЕЛЬ: анализ особенностей влияния лазеров инфракрасного и зеленого диапазона на общее количество ядер, а также количество ядер миосателлитоцитов (MyoD⁺) и других ядер (MyoD^-) в поврежденном скелетном мышечном волокне.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

В эксперименте в условиях вивария ФГБОУ ВО ЮУГМУ проводились на 128 крысах (самцы Wistar) в возрасте 4-6 месяцев, массой от 270 до 330 г. Проведение эксперимента одобрено на заседании этического комитета Южно-Уральского государственного медицинского университета (протокол № 2 от 21.02.2022 г.). Содержание и обращение с животными в эксперименте соответствовали требованиям приказа Минздрава РФ № 199 Н от 01.04.2016 «Об утверждении правил надлежащей лабораторной практики». В соответствии с принципами рандомизации сформировали экспериментальные группы: 0 группа - контроль, не поврежденная m. gastrocnemius, n = 8; I группа – резаная рана мышцы глубиной 2 мм, n = 40; II группа – резаная рана с обработкой инфракрасным лазером, n = 40; III группа- резаная рана с обработкой зеленым лазером, n = 40.

Модель посттравматической регенерации осуществлялась путем нанесения резаной травмы 120-м самцам крыс под общим обезболиванием препаратом «Золетил» (Франция) в дозе 5 мл/кг. Для доступа к икроножной мышце производили разрез кожных покровов длиной 1 см на дорсальной поверхности задних конечностей ниже коленного сустава на 0,4 – 0,5 см в проекции m. gastrocnemius. Хирургическим скальпелем производили механическое повреждение мышцы путем выполнения надреза перпендикулярно длиннику большеберцовой кости на глубину 2 мм. Воздействие лазерным излучением производилось однократно сразу после нанесения скальпелем резаной раны. Для фотомодуляции использовали лазерные аппараты «Малахит» (Россия), длина волны 520 нм, 1,0 Вт и ИРЭ «Полюс» (Россия) длина волны 980 нм, 1,0 Вт, режим генерации излучения – непрерывный, продолжительность 180 с. Расстояние от раневой поверхности мышцы до торца кварцевого световода составляло 0,5 см.

Выведение из эксперимента животных осуществлялось на 1, 3, 7, 14, 30 сутки после лазерного воздействия путем дислокации шейных позвонков под эфирным ингаляционным наркозом. Фрагменты m. gastrocnemius фиксировали 10% нейтральным забуференным формалином (рН 7,2) в течение суток. После стандартной гистологической проводки, приготовления парафиновых блоков и срезов проводилась окраска гематоксилин-эозином («БиоВитрум», Россия). На гистологических препаратах визуализировали интактную и очаговую зоны. Интактная зона поперечнополосатых скелетных мышц отличалась ровными контурами и выраженной поперечной исчерченностью скелетных мышечных волокон, участки интерстициальной соединительной ткани без инфильтрата, ядра скелетных мышечных волокон расположены преимущественно по периферии. Очаговая зона (зона пореза) отличалась наличием повреждений скелетных мышечных волокон, некротизированных мышечных волокон, инфильтрата, различающимся по клеточному составу на различных сроках эксперимента.

Плотность расположения ядер определяли путем подсчета числа клеток на площади скелетных мышечных волокон в поле зрения. Плотность расположения ядер указывали в пересчете на 1 мм².

Иммуногистохимические исследования проводили на депарафинизированных срезах, нанесенных на предметные стекла, покрытые поли-L-лизином. Демаскировка антигенов в цитратном буфере проводилась при температуре 95-98 С° в течение 25 минут. Постановка иммуногистохимической реакции осуществлялась с использованием антител к MyoD (Affinity biosciences, КНР. Клональность: Поликлональные, Реактивность: Человек, мышь, крыса, овца, обезьяна. Источник: кролик, Изотип: IgG. Иммуноген: синтетический пептид MYOD1(Accession P15172) соответствующий аминокислотным остаткам C101-N126).

Наличие сертификата: ISO-900) набора реагентов «Novolink» (Leica, США) в соответствии с протоколом формы-изготовителя.

 Проводился анализ гистологических и иммуногистохимических препаратов на микроскопе LEICA DMRXA (Германия), совмещенном с видеокамерой LEICA DFC 290 (Германия), и компьютерной программой анализа изображений Image Scope М (Россия). Для морфометрических исследований использовали графические файлы в цветовом пространстве RGB в формате *.TIFF. созданных при увеличении 200 (об.×20; ок.×10) и 1000 (об.×100; ок.×10) с использованием масляной иммерсии.

Статистическая обработка полученных данных осуществлялась с помощью лицензионных пакетов прикладных программ: Excel 2020, PAST версии 4.12b и Statistica версии 12.5. Для оценки достоверности различий использовался 4-х факторный метод дисперсионного анализа ANOVA. Апостериорные вычисления для сравнения показателей нескольких экспериментальных групп осуществлялись с использованием метода Tukey. Проверку на нормальность распределения проводили критерием Шапиро - Уилка. При значениях "p" > 0,05 распределение считали нормальным. Данные представлены в виде среднего арифметического с указанием 95% доверительных интервалов. Статистически значимыми считали различия при значении p ≤ 0,05.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Анализ количества ядер в регенерирующей скелетной мышечной ткани и количественное измерение MyoD⁺ и MyoD^- ядер позволяют оценить течение регенераторного процесса и влияние фотомодуляции на миосателлитоциты.

В регенерирующей скелетной мышечной ткани животных I экспериментальной группы достоверное увеличение плотности расположения ядер в скелетном мышечном волокне обнаруживалось на 3-и сутки в очаговой зоне по сравнению со значением у животных 0 группы (таблица 1). Затем, на 14-е сутки эксперимента показатель увеличивался как в очаговой, так и интактной зонах на 71,87% и 50,27% соответственно. На 30-й сутки эксперимента также отмечалось увеличение плотности расположения ядер, при этом, значение показателя в очаговой зоне было максимальным, вдвое выше уровня у животных I группы (рисунок 1), что отражает компенсаторные реакции, происходящие в скелетном мышечном волокне [1, 2].

В группах фотобиомодуляции (II и III) плотность расположения ядер достоверно повышалась на 1-е сутки в очаговой зоне на 64,38% и 61,7% соответственно. Причем, в группе применения инфракрасного лазерного облучения показатель был увеличен и в интактной зоне (на 23,3%). На 3-и сутки обнаруживалось снижение плотности расположения ядер в группе применения зеленой фотомодуляции по сравнению с I и II экспериментальными группами.

На 7-е сутки эксперимента в группах применения лазерного облучения отмечалось увеличение плотности расположения ядер (Рисунок 1) по сравнению с животными I экспериментальной группы. Значимых различий между II и III экспериментальными группами при этом не обнаруживалось. На поздних сроках эксперимента (14-е, 30-е сутки) достоверных различий между значениями групп применения фотомодуляции и I группы не обнаруживалось. В то же время, на 30-е сутки плотность расположения ядер в III экспериментальной группе животных была ниже значения II группы.

 

Таблица 1. Плотность расположения ядер в регенерирующей на 1 мм² m. gastrocnemius Mean [-95% ; +95%] |

Сутки / группы |	1 сутки | 1st day	3 сутки | 3rd day	7 сутки | 7th day	14 сутки | 14th day	30 сутки | 30th day
Интактная зона (и.) (n/мм2) | intact zone
I группа | I group	2790,02 [2309, 00 ; 3271, 05]	3977,06 [3155, 65 ; 4798, 47]	2679,06 [2297, 14 ; 3060, 98]	4615,64 [4145, 05 ; 5086, 23] +	4072,83 [3822, 53 ; 4323, 13] +
II группа | II group	3440,35 [3276, 56 ; 3604, 13] *	3961,12 [3596, 18 ; 4326, 06]	3400,55 [2859, 32 ; 3941, 78] *	2518,95 [2404, 98 ; 2632, 93] *	3906,76 [3620, 66 ; 4192, 87]
III группа | III group	2923,88 [2711, 10 ; 3136, 67] **	2869,34 [2742, 31 ; 2996, 37] **	2778,83 [2671, 48 ; 2886, 17] **	4819,44 [4117, 74 ; 5521, 13] **	4366,02 [4080, 14 ; 4651, 90]
Очаговая зона (о.) (n/мм2) | focal zone
I группа | I group	2650,72 [2546, 28 ; 2755, 16]	4445,27 [4163, 79 ; 4726, 75] +	4459,47 [2823, 09 ; 6095, 85]	5278,37 [5066, 73 ; 5490, 01] +	6327,18 [5816, 43 ; 6837, 94] +
II группа | II group	4356,40 [3913, 35 ; 4799, 46] *	4549,09 [4367, 23 ; 4730, 95]	6028,72 [5752, 47 ; 6304, 97] *	5841,75 [5390, 10 ; 6293, 40]	6425,33 [6091, 85 ; 6758, 81]
III группа | III group	4285,99 [3676, 46 ; 4895, 51] *	3790,97 [3588, 94 ; 3993, 00] *, **	5571,55 [5088, 84 ; 6054, 25] *	5523,91 [4912, 03 ; 6135, 79]	5412,84 [4722, 95 ; 6102, 73] **
Контроль: 3071,10 [2734, 68 ; 3407, 51]

Примечание. + p≤ 0,05 – при сравнении контрольной и I групп; *p≤ 0,05 – при сравнении I и II / I и III групп, ** p≤ 0,05 – при сравнении II и III групп.

 

Рис. 1. Поперечно-полосатая скелетная мышечная ткань крыс I экспериментальной группы на 1-е (А) и 30-е (B) сутки эксперимента. Интактная зона. Увеличение плотности расположения ядер на 30-й день наблюдений. Окраска: гематоксилин и эозин. Увеличение: ×200 (об.×20; ок.×10).

 

В группах лазерного облучения на 1-е сутки плотность расположения MyoD⁺ ядер не отличалась от I экспериментальной группы. В то же время, в группе животных с инфракрасной фотомодуляцией плотность расположения MyoD⁺ ядер была ниже, чем в группе зеленой фотомодуляции. На 3-и сутки после применения фотомодуляции наблюдалось максимальное повышение плотности расположения MyoD⁺ ядер (рисунок 2) на 51,34% (II группа) и 67,7% (III группа).

На более поздних сроках (7-е, 14-е, 30-е сутках) разницы между экспериментальными группами в очаговой зоне не обнаруживалось. Однако, на 30-е сутки плотность расположения MyoD⁺ ядер в интактной зоне II группы была ниже, чем в III группе и приближалась к значениям контроля.

Показатель отношения MyoD⁺ ядер к общему числу ядер мышечных волокон указывает на уровень активации миосателлитоцитов, интенсивность пролиферации и количество дифференцирующихся клеток, что позволяет судить о стадии репаративного процесса. По сравнению с контрольной группой, в группе животных, подвергшихся моделированию резаной травмы доля ядер миосателлитоцитов, экспрессирующих MyoD была выше на всех сроках эксперимента (Рисунок 2). При этом, значение исследуемого показателя достигало максимального значения на 3-й день и до 14-х суток было значимо увеличено по сравнению со значением на 1-й день эксперимента.

 

 

Таблица 2. Плотность расположения MyoD⁺ ядер на 1 мм² в регенерирующей m. gastrocnemius Mean [-95% ; +95%] |

Сутки / группы |	1 сутки | 1st day	3 сутки | 3rd day	7 сутки | 7th day	14 сутки | 14th day	30 сутки | 30th day
Интактная зона (и.) (n/мм2) | intact zone
I группа | I group	1063,30 [767,72; 1358,89]	939,75 [660,71; 1218,79]	1603,38 [1259,47; 1947,29]	1098,18 [701,84; 1494,52] ++	1347,32 [1095,40; 1599,23]
II группа | II group	1029,95 [822, 21 ; 1237, 69]	865,64 [683, 21 ; 1048, 07]	1411,24 [1198, 76 ; 1623, 72]	1175,93 [949, 48 ; 1402, 39]	1028,04 [806, 42 ; 1249, 66]
III группа | III group	1230,52 [978, 27 ; 1482, 77]	1459,75 [1268, 05 ; 1651, 45] *,**	1449,35 [1166, 31 ; 1732, 39]	1301,35 [1014, 47 ; 1588, 23]	1522,54 [1441, 48 ; 1603, 59] **
Очаговая зона (о.) (n/мм2) | focal zone
I группа | I group	1480,11 [1230,61; 1729,61]	1192,03 [884,86 ; 1499,19]	1921,428 [1415,83; 2427,025] +	1704,968 [1531,44; 1878,49] +	1648,69 [1102,01 ; 2195,36]
II группа | II group	1384,52 [1225, 80 ; 1543, 23]	1804,86 [1467, 09 ; 2142, 64] *	1796,69 [1618, 52 ; 1974, 86]	1746,96 [1087, 44 ; 2406, 48]	1291,99 [1145, 94 ; 1438, 03]
III группа | III group	1996,89 [1593, 12 ; 2400, 65] **	1999,81 [1559, 08 ; 2440, 54] *	2454,67 [1710, 84 ; 3198, 50]	1717,56 [814, 92 ; 2620, 19]	1482,19 [1212, 62 ; 1751, 78]
Контроль: 1241,27 [1011, 09 ; 1471, 45]

Примечание. + p≤ 0,05 – при сравнении контрольной и I групп; *p≤ 0,05 – при сравнении I и II / I и III групп, ** p≤ 0,05 – при сравнении II и III групп.

Вместе с тем было выявлено достоверное увеличение содержания MyoD⁺ ядер от общего числа ядер в скелетных мышечных волокнах при использовании инфракрасного и зеленого лазерного облучения (Рисунок 2). На ранних сроках исследования при применении инфракрасной фотомодуляции (1-й, 3-й дни) изменений относительного количества MyoD⁺ ядер не выявлялось. Затем, на 7-е и 14-е сутки наблюдений обнаруживалось увеличение содержания MyoD⁺ ядер по сравнению с I и III экспериментальными группами. К 30-м суткам показатель не отличался от I-й экспериментальной группы.

Использование зеленой фотомодуляции приводило к увеличению относительного количества MyoD⁺ ядер на 1-й и 3-й день наблюдения (Рисунок 3), что свидетельствует о более ранней активации миосателлитоцитов скелетных мышечных волокон. Затем, показатель стабилизировался, однако, на 30-е сутки был выше, чем у II-й группы животных.

 

Рис. 2. Соотношение MyoD⁺ ядер в регенерирующей скелетной поперечно-полосатой мышечной ткани на различных сроках наблюдения в очаговой зоне. Примечание. * - p < 0,05 при сравнении с 1-й экспериментальной группой; ** - p < 0,05 при сравнении 2-й и 3-й экспериментальных групп.

 

Таким образом, лазерное облучение способствовало увеличению процентного отношения MyoD⁺ ядер к общему количеству ядер при сравнении с группой контроля. При этом, активация ядер в группе воздействия инфракрасным лазерным облучением отличалась более поздним началом и пролонгированным характером, а фотоактивация зеленым лазерным облучением была ранней, но скоротечной.

 

	Рис. 3. Поперечно-полосатая скелетная мышечная ткань крыс I(А), II(Б), III(В) экспериментальной групп на 3 сутки эксперимента. Очаговая зона. Большее количество MyoD+ и MyoD- ядер в группе применения лазерного облучения. Окраска: MyoD, гематоксилин. Увеличение: ×1000 (об.×100; ок.×10).

 

Плотность расположения MyoD^- ядер в группе животных с резаной травмой мышцы (I группа) на 1-е и 3-и сутки не отличалась от значений контрольной группы (таблица 3). На 7-й день наблюдений показатель увеличивался в интактной зоне, а на 14-е сутки -в очаговой зоне. На 30-е сутки эксперимента увеличение плотности расположения MyoD^- ядер отмечалось и в интактной, и в очаговой зонах.

В обеих группах лазерного воздействия в очаговой зоне на 3-и сутки эксперимента обнаруживалось увеличение плотности расположения MyoD^- ядер по сравнению с I группой животных. На 14-е сутки в группе инфракрасного лазерного облучения отмечалась более низкая плотность расположения MyoD^- ядер. В интактной зоне в группе зеленого лазерного воздействия уменьшение плотности расположения MyoD^- ядер обнаруживалось на 14 стуки, а в группе инфракрасного лазера - на 30-е сутки эксперимента.

Таблица 3. Плотность расположения MyoD^- ядер в регенерирующей на 1 мм² m. gastrocnemius Mean [-95% ; +95%] |

Сутки / группы |	1 сутки | 1st day	3 сутки | 3rd day	7 сутки | 7th day	14 сутки | 14th day	30 сутки | 30th day
Интактная зона (и.) (n/мм2) | intact zone
I группа | I group	2159,46 [1374, 50 ; 2944, 43]	2020,58 [1621, 31 ; 2419, 85]	3454,45 [2656, 38 ; 4252, 53] +	2707,23 [2326, 66; 3087, 80]	3179,17 [2841, 18 ; 3517, 16] +
II группа | II group	2557,62 [2358, 56 ; 2756, 67]	2201,35 [1758, 77 ; 2643, 93]	2019,68 [1673, 29 ; 2366, 07] *	2567,65 [2319, 58 ; 2815, 72]	2192,74 [1752, 59 ; 2632, 89] *
III группа | III group	2112,01 [1924, 44 ; 2299, 58] **	3638,19 [3204, 75 ; 4071, 64] *,**	2765,98 [2177, 53 ; 3354, 44]	1857,03 [1476, 14 ; 2237, 92] *,**	2961,34 [2471, 50 ; 3451, 19]
Очаговая зона (о.) (n/мм2) | focal zone
I группа | I group	2844,48 [2002, 19 ; 3686, 77]	2055,21 [1639, 97 ; 2470, 44]	2629,16 [1822, 50 ; 3435, 82]	3335,22 [2889, 95 ; 3780, 48] +	3462,00 [2719, 92 ; 4204, 08] +
II группа | II group	3069,59 [2364, 48 ; 3774, 70]	4438,69 [3999, 75 ; 4877, 63] *	2604,30 [1945, 62 ; 3262, 98]	2259,91 [1939, 05 ; 2580, 77] *	3614,98 [2999, 62 ; 4230, 34]
III группа | III group	3749,42 [3375, 70 ; 4123, 14]	3842,75 [3016, 50 ; 4669, 00] *	2964,28 [2126, 39 ; 3802, 17]	3705,03 [2168, 86 ; 5241, 20]	2663,93 [2131, 42 ; 3196, 43]
Контроль: 1997,05 [1284, 33 ; 2709, 77]

Примечание. + p≤ 0,05 – при сравнении контрольной и I групп; *p≤ 0,05 – при сравнении I и II / I и III групп, ** p≤ 0,05 – при сравнении II и III групп.

 

Таким образом, полученные экспериментальные данные согласованы и указывают на фотоактивацию миосателлитоцитов после инфракрасного и зеленого лазерного облучения.

 

ОБСУЖДЕНИЕ

К MyoD^- ядрам в скелетных мышцах относятся ядра миосателлитоцитов, находящиеся в G₀ периоде клеточного цикла и ядра миосимпласта [1, 2]. Количество MyoD^- отражает не только регенеративный потенциал (покоящиеся миосателлитоциты) скелетных мышечных волокон. Так, увеличение количества гипохромных (MyoD^-) ядер в скелетных мышечных волокнах отражает уровень адаптации к физическим нагрузкам и являются ключевым звеном в явлении «мышечной памяти» [25].

Экспрессия группы миогенных факторов MyoD указывает на вхождение миосателлитоцитов в митотический цикл, либо в процесс дифференцировки [24]. MyoD⁺ ядра – это ядра активных, пролиферирующих и дифференцирующихся миосателлитоцитов или незрелые ядра миосимпластов, ещё экспрессирующие MyoD [1, 2], количество которых определяет исход регенераторного процесса [24]. Анализ плотности расположения MyoD⁺ ядер I экспериментальной и контрольной группы (таблица 2) позволил выявить достоверное увеличение показателя в очаговой зоне на 7-й и 14-й день наблюдения. При этом, максимальные значения отмечались на 7-е сутки.

Согласно полученным в эксперименте данным, зеленый лазер оказывал более выраженное влияния на активацию миосателлитоцитов, хотя и инфракрасное лазерное воздействие опосредовало значимый эффект. По литературным данным, стимуляция экспрессии группы миогенных активаторов MyoD была обнаружена при использовании галлиевого лазера с длинной волны 904 нм [24]. Авторы предполагают, что главным в получении эффекта активации миосателлитоцитов в ответ на лазер является высокая конечная энергия. Полученные нами результаты подтверждают эту идею, так как использованная мощность лазера 1 Вт способна вызывать изменения термодинамического равновесия в клетках, и запускать ответные процессы в ядрах миосателлитоцитов [24].

Анализ совокупности полученных данных подтверждает раннюю активацию репарации поврежденной скелетной мышечной ткани после инфракрасной и зеленой фотомодуляции. Об этом свидетельствует увеличение общего количества ядер в скелетных мышечных волокнах на 1-7-е сутки эксперимента, плотности расположения MyoD⁺ и MyoD^- ядер на 3-и сутки эксперимента. При этом, влияние фотобиомодуляции с длиной волны 980 нм и 520 нм на ядра регенерирующей скелетной мышечной ткани проявляется однотипно, что может являться следствием прямой активации миосателлитоцитов и перехода к митотическому делению, а также стимуляции миграции собственных ядер из менее поврежденных участков мышечного волокна. Это подтверждается литературными данными об усилении пролиферации [20, 26, 27] и миграционной активности клеток при воздействии инфракрасного и зеленого лазерного облучения [22, 28, 29].

Особенности инфракрасной фотомодуляции заключались в большем влиянии на общее количество мышечных ядер и MyoD^- ядер, а зеленого лазера - на плотность расположения MyoD⁺ ядер, причем на разных сроках эксперимента эффект локализовался то в очаговой, то в окружающей интактной зоне поврежденной мышцы. При этом, применение лазерного облучение приводило к активации MyoD⁺ ядер, о чем свидетельствовало увеличение соотношения MyoD⁺ ядер и общего количества ядер. Так, применение инфракрасной фотомодуляции приводило к активации миосателлитоцитов на 7-х и 14-х сутках, а зеленого лазерного облучения на 3-и сутки исследования, что обусловлено поглощением фотонов инфракрасного лазерного излучения – цитохром С оксидазой [14], а зеленого – белками, входящими в состав ионных каналов [18, 19]. Пролонгация увеличения плотности расположения MyoD⁺ миосателлитоцитов на более поздних сроках (14-й день) может быть обусловлена сверхэкспрессией MyoD в миосателлитоцитах после лазерного облучения, что могло приводить к паракринному влиянию на покоящиеся миосателлитоциты и их дальнейшую активацию [30].

 

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Лазерное воздействие инфракрасного и зеленого спектров способствует активации и дальнейшей дифференцировке миосателлитоцитов, что выражается в увеличении плотности расположения ядер в скелетном мышечном волокне на 1-7 сутки наблюдения. При этом, активация зеленым лазерным облучением отличается ранним и кратковременным характером, а инфракрасным – задержанным, но более пролонгированным.

About the authors

Rostislav Vinerovich Takhaviev

South Ural State Medical University, Chelyabinsk

Email: rkenpachi@bk.ru
ORCID iD: 0000-0002-8994-570X
SPIN-code: 9619-9800

Assistant of the histology, embryology and cytology department 

Russian Federation, Chelyabinsk, Vorovskogo 64

Vasilievich Gennady Briukhin

South Ural State Medical University

Email: bgenvas@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-3898-766X
SPIN-code: 7691-8383

Professor of Histology, embryology and cytology department South Ural State Medical University

Russian Federation, Chelyabinsk, Vorovskogo 64

Elena Stanislavovna Golovneva

South Ural State University

Author for correspondence.
Email: micron30@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-6343-7563
SPIN-code: 1728-1640

doctor of Medical Sciences, Associate Professor, Department of Normal Physiology

Russian Federation, Chelyabinsk, Vorovskogo 64

References

Supplementary files