Экспериментальные модели хронических ран

  • Авторы: Копылов Е.Д.1,2, Пресняков Е.В.3,4, Толгский М.В.5, Андреева А.Н.5, Сомов Н.А.5, Ревкова М.В.5, Бозо И.Я.3,4
  • Учреждения:
    1. Научно-исследовательский институт морфологии человека им. академика А.П. Авцына Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Российский научный центр хирургии им. академика Б.В. Петровского
    2. АО "Гистографт"
    3. Российский научный центр хирургии имени академика Б.В. Петровского
    4. АО «Гистографт»
    5. Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования "Северо-Западный государственный медицинский университет имени И.И. Мечникова" Министерства здравоохранения Российской Федерации
  • Раздел: Научные обзоры
  • Статья получена: 01.02.2025
  • Статья одобрена: 05.03.2025
  • Статья опубликована: 13.05.2025
  • URL: https://j-morphology.com/1026-3543/article/view/646869
  • DOI: https://doi.org/10.17816/morph.646869
  • ID: 646869


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Одной из актуальных задач хирургии является коррекция длительно незаживающих, хронических ран. Подтверждение эффективности разрабатываемых препаратов и медицинских изделий необходимо  для дальнейшего их применения в практической медицине. С этой целью разработано множество моделей раневых процессов на животных, в том числе на мелких грызунах, которые имеют особенности строения кожи и регенерации мягких тканей.

Цель.

Сравнительная характеристика экспериментальных животных и моделей ран, в том числе хронических, с описанием их преимуществ и недостатков.

Методы.

Анализ литературы по теме моделей острых и хронических ран с использованием источников Pubmed.gov, elibrary.

Результаты.

В эксперименте чаще используют мышей, крыс и кроликов ввиду их дешевизны и простоты содержания. Формирование эксцизионного кожного дефекта, с модификациями и без, на спине у грызунов наиболее распространенно ввиду простоты создания, возможности частичного воспроизведения разнообразных патологических состояний. Однако ни одна из моделей в полной мере не соответствует хроническому процессу заживления раны.

Выводы.

Моделирование ран у мелких грызунов (мышей, крыс и кроликов) — основной метод изучения регенерации и оценки эффективности разрабатываемого лечения. Эксцизионные и инцизионные модели на спине грызунов широко распространены из-за простоты и воспроизводимости, но их ограничение — быстрое заживление контракцией, в отличие от человека. Модели хронических ран (шинирование, дефекты хвоста мыши, уха кролика, гипергликемия и другие) приближают условия заживления к клиническим ситуациям. Выбор модели зависит от целей исследования и особенностей животных. Основная проблема — короткое время заживления, недостаточное для оценки терапии. Совершенствование и унификация моделей ран, разработка новых подходов остаются важными задачами для регенеративной медицины и хирургии.

 

 

Полный текст

Введение

Хронические, длительно незаживающие раны, включая трофические язвы, обширные ожоги, синдром диабетической стопы и другие – являются одной из важных проблем здравоохранения. Согласно ограниченным данным эпидемиологических исследований, распространенность хронических ран составляет 1-2 % населения всего мира [1]. Они являются причиной длительного болевого синдрома, могут осложняться сепсисом. Хронических дефекты кожи и “мягких тканей” на стопах у людей с сахарным диабетом (синдром диабетической стопы) могут приводить к необходимости ампутации пораженной конечности. Несмотря на разработку большого количества подходов к терапевтической коррекции подобных ран у пациентов, их эффективное лечение по-прежнему остается актуальной задачей [2].

Материалы и методы

Литературный обзор. Поиск научных публикаций осуществлялся с использованием баз данных Pubmed.gov, elibrary.ru. Запрос был сформулирован как «animal wound model» и направлен на получение широкого спектра подходов к созданию экспериментальных моделей ран. Далее были проанализированы публикации без учета даты их выхода для изучения отдельных моделей.

Результаты

Для моделирования острых и хронических ран наиболее часто среди мелких животных используют мышей, крыс и кроликов. Принципиальными отличиями в подходах формирования ран обладают лишь несколько моделей, включая эксцизионные и инцизионнные (продольные) разрезы, ожоги, использование клейких лент (тейпов), воздействие рентгеновского излучения, остальные варианты являются модификациями основных методов.

Выбор животного

Выбор животного – это важный этап планирования эксперимента, и он должен быть основан как на общих аспектах, включая анатомо-физиологические особенности различных видов, так и стоимость, доступность, простоту содержания. Строение кожи грызунов значимо отличается от кожи человека (таблица 1). У грызунов кожа тоньше, на туловище отсутствуют потовые железы, она подвижна относительно нижележащих слоев, а раны заживают путем контракции из-за наличия подкожной мышцы (m. panniculus carnosus). Кожа животных характеризуется высокой плотностью волосяных фолликулов, более того, некоторые виды грызунов обладают возможностью эндогенного синтеза витамина С, что способствует образованию коллагена [4, 5, 55, 56]. Сравнительные характеристики экспериментальных животных представлены в таблицах 1 и 2.

Таблица 1. Строение кожи экспериментальных животных и человека

Table 1. Structure of the skin of experimental animals and humans

Параметр

Человек

Мышь

Крыса

Кролик (New Zealand)

Толщина кожи

2 - 3 мм.

0,4 - 1 мм.

1 - 2 мм.

1,8 – 2 мм.

Плотность распределения волос шт/см2

20-50 (тело) (500-1000 ВЧГ*).

658

289

80

Наличие эккриновых потовых желез

Да.

Да, на подушечках передних и задних лап.

Да, на подушечках передних и задних лап.

Нет.

Подвижность относительно нижележащих тканей

Нет (кроме шеи).

Да.

Да.

Да.

Эндогенный синтез витамина С

Нет.

Да.

Да.

Да.

Механизм первичного заживления

Реэпителизация.

Контракция.

Контракция.

Контракция.

Примечания: ВЧГ – волосистая часть головы

Таблица 2. Сравнительная характеристика животных, используемых для моделирования ран

Table 2. Comparative characteristics of animals used to model wounds

Модели

Преимущества

Недостатки

Мышь

Небольшой размер, удобны в содержании, много трансгенных линий, большое количество видо-специфичных реагентов (АТ*), модель «хвоста» считается хронической раной [4].

Кожа мышей отличается от кожи человека, длительные незаживающие раны не характерны (заживают контракцией), необходимо модификация модели для длительного заживления.

Крыса

Относительно недорогие, удобны в содержании, больше мышей (можно увеличивать размер ран), широко используемы.

Те же.

Кролик

Доступны, широко используются, большая площадь формирования ран, процессы заживления ушной раны схожи с человеком.

Дороже, чем мыши и крысы, модель ишемизированного уха относительно трудна в воспроизведении, ишемия обратима.

Примечания: АТ – антитела.

Виды моделей

Для формирование кожных ран используются различные животные и методики. Данные суммированы в таблице 3. Наиболее часто сравнительную динамику заживления оценивают путем создания эксцизионных ран на спине грызунов [18]. Опубликованные экспериментальные протоколы высоко вариабельны: модели отличаются размером и количеством наносимых ран, методами оценки заживления. На скорость заживления может оказывать влияние фаза роста волос ввиду пересечения процессов на уровне внутриклеточных сигнальных путей (FGF, VEGF, TGF-β), ассоциированных с активным ростом волоса и заживлением ран [57]. Авторы исследований предлагают использовать животных в фазе позднего катагена или телогена [18, 19]. Другой подход к созданию раны заключается в формировании продольного (инцизионного) кожного разреза [9, 20, 36]. Разрез чаще всего формируется на коже спины с использованием острых инструментов (скальпель, ножницы). Процесс заживления раневых дефектов может быть классифицирован на первичный и вторичный в зависимости от последующего закрытия раны. Первичное заживление, при сшивании краев дефекта, позволяет оценивать эпителизацию, хирургические материалы и, в меньшей степени, механизмы заживления ввиду ограниченного объема поврежденной ткани [9, 10, 22]. Вторичное заживление воспроизводится в условиях, когда рана остается открытой, и направлено на исследование процессов рубцевания, в том числе образования гипертрофических рубцов.

Ожоги могут быть сформированы путем аппликации разогретых предметов, горячей воды и, реже, электричества. Термические травмы подходят для оценки эпителизации, образования грануляционной ткани, неоангиогенеза и других процессов регенерации ткани. В зависимости от целей эксперимента и сроков наблюдения, площадь термического поражения может варьировать для расширения временного интервала детекции эффекта экспериментальных методов лечения [11, 12, 42, 43].

Использование адгезивных лент для формирования раны менее распространено. Модель предполагает частичное травмирование кожи (рогового слоя эпидермиса) и направлен на оценку процессов эпителизации при острой травме и, в большей степени, изучение барьерной функции кожного покрова. Очевидно, частичное травмирование эпидермиса не позволяет исследовать процессы повреждения и регенерации при глубоких дефектах, а особенности нанесения травмы затрудняют ее стандартизацию.

Таблица 3. Экспериментальные модели острых ран

Table 3. Experimental models of acute wounds

Модель

Описание

Преимущества

Недостатки

Эксцизионная модель

Формирование раны различного диаметра на всю толщину кожи спины с вовлечением m. panniculus carnosus.

Одна из основных моделей.

Простота моделирования раны.

Формирование ран различного размера.

Возможно формировать несколько ран на одном животном [7, 8, 9].

Заживление контракцией.

Не воспроизводит хронический процесс.

Инцизионная модель

Продольный разрез на спине на всю толщину кожи.

Одна из основных моделей.

Простота формирования раны.

Воспроизводимость.

Позволяет исследовать формирование рубцов и заживление послеоперационных ран.

Те же.

Ожоговая модель

Ожог формируется за счет применения нагретой проволоки/горячей воды, пара или электричества.

Проста в моделировании.

Быстрое заживление (контракция).

Модель не позволяет оценить патофизиологические процессы при заживлении ожога у человека.

Использование клейких лент (тейпов)

Многократное прикрепление и удаление адгезивных лент на спину грызунов.

Простота моделирования.

Неинвазивна, практически безболезненна для животных.

Позволяет оценить стадию эпителизации.

Позволяет формировать только поверхностные раны (дефект рогового слоя эпидермиса).

Не отображает хронический процесс.

Сложна в воспроизводимости (сила прикрепления ленты, скорость и угол отрыва, количество повторов).

Модели хронических ран

В отличие от острых ран, которые характеризуются сменяемостью фаз в процессе заживления: коагуляция, воспаление, миграция-пролиферация и ремоделирование, а также имеют относительно предсказуемые временные рамки, хронические раны не обладают подобными фазово-временными характеристиками [4]. Замедление скорости их заживления может быть обусловлено как влиянием отдельных факторов, так и их сочетанным воздействием, включая патологию микроциркуляторного русла и нарушение иннервации (сахарный диабет), локальное сдавление тканей (отек), персистирующее вялотекущее воспаление. Быстрое заживление ран у грызунов является одним из основных лимитирующих факторов при исследовании новых средств лечения. Для увеличения срока регенерации кожи исследователями создаются условия, имитирующие патологические процессы, наблюдаемые у людей.

Техника шинирования заключается в имплантации в края раны шин (часто силиконовых колец), которые физическим путем предотвращают сокращение подкожной мышцы. Этот подход смещает процесс заживления с контракции в сторону образования грануляционной и эпителиальной ткани, тем самым увеличивая время, необходимое для регенерации кожи [8, 13, 37, 38, 39, 40]. Отдельно следует выделить подход к изучению микроциркуляторного русла in vivo. Первичная цель формирования кожного дефекта при использовании «skin fold chamber» не направлена на оценку динамики регенерации. Модель обеспечивает визуализацию мелких сосудов при различных процессах, включая первичное и вторичное заживление [26, 27, 28].

Ранее описанные модели острой травмы за счет дополнительных факторов могут в некоторой степени отражать патологические процессы, которые наблюдаются при регенерации хронических ран. Одним из подходов является создание условий гипергликемии. Животные с сахарным диабетом могут быть получены путем химического, хирургического вмешательства, введения специальной диеты или представлять специальную трансгенную линию (мышь: спонтанный диабет 2 типа - db/db, ожирение ob/ob). Введение химических веществ, таких как стрептозотоцин или аллоксан, является быстрым и доступным способом получения животных с гипергликемией, однако не отражает естественный процесс течения заболевания [21, 23, 29, 40]. Трансгенные линии животных, с другой стороны, лишены этих недостатков, но повышают стоимость проведения исследования.

Ввиду ограничений, связанных с применением модели сахарного диабета, в том числе и трансгенных линий, было необходимо создание кожных дефектов с длительным сроком заживления на диких животных. В связи с этим была разработана модель раневого дефекта хвоста мыши [35]. Эксцизионный разрез размером 0,5х1 см формируется на дорсальной поверхности хвоста на 0,5 – 1 см дистальнее туловища животного. В сравнении с эксцизионными дефектами стандартного размера на коже спины мышей и крыс, данная модель заживает в пределах 18 – 25 дней, тем самым обеспечивая временной интервал для исследования терапевтического эффекта лекарственных средств. Схожий дефект может быть так же сформирован на стопе грызунов [29]. Прямоугольная рана размерами 2х5 мм была создана на задней конечности крысы для оценки воспаления, контракции и эпителизации. В исследовании могут быть включены животные с сахарным диабетом.

Ввиду особенностей строение кожи, плотно соединенной с хрящом, рана на ухе кролика характеризуется преимущественным заживлением путем образования грануляционной ткани и эпителизации, что соответствует поздним фазам регенерации ран у человека. Дополнительными условиями, ухудшающими процесс восстановления целостности кожи в этой модели, могут являться ишемия и денервация за счет пересечение сосудисто-нервных пучков, а также гипергликемия [4, 14, 15, 16]. Химическая или хирургическая денервация других участков кожных покровов может быть использована для изучения роли нервной системы в регенерации кожи [31, 32, 34].

Присоединение инфекционного процесса при нарушении заживления дефектов кожи требует разработки новый методов лечения и создания животных моделей для их тестирования. Для моделирования инфицированной раны исследователями используются различные виды острых повреждений, типы патогенных микроорганизмов и инородных предметов [25]. На рану, сформированную на дорсальной или вентральной поверхности туловища животного, наносится взвесь патогенных микроорганизмов (S. aureus, P. aeruginosa, C. albicans и другие), что приводит к развитию инфекционного, часто гнойного процесса. Эта модель позволяет оценить фармакодинамику медицинских изделий и лекарственных средств с антимикробным эффектом [41, 42, 43, 44].

Лучевая терапия, которая применяется при лечении онкологических заболеваний, может осложняться поражениями, процессы регенерации в которых сильно замедлены. Это обстоятельство сделало возможным создание лучевых повреждений на животных, которые используются как в качестве модели осложнений лучевой терапии, так и хронических ран в целом [45]. Создание кожного дефекта заключается в облучении кожных покровов грызунов на спине или конечностях в дозе от 15 до 110 Гр c последующим возможным их иссечение в облученной области [45, 46, 47, 54]. Высокие уровни излучения позволяют добиться отсроченного заживления, однако сам подход требует навыков работы с оборудованием, изоляции остальных частей туловища и конечностей для предотвращения высокой летальности животных.

Создание модели «мертвого пространства» заключается в подкожной, внутримышечной имплантации инородных предметов, например, полипропиленовых трубок для формирования полости, сходной с той, что наблюдается у человека после эксцизии мягких тканей и ушивании послеоперационного дефекта. Модель на кроликах удобна и эффективна для оценки имплантатов, предназначенных для коррекции данного состояния. Она позволяет создавать несколько «мертвых пространств» на одном животном, размеры дефекта релевантны клиническим случаям, а для получения данных подходят любые методы, включая лабораторные и инструментальные исследования [48, 49].

Восстановление кровотока после длительного сдавления (ишемии) может иметь сходство с патологическими процессами, наблюдаемыми при пролежнях [52]. Имплантация магнитов под кожу с периодическим ее сдавлением вторым магнитом позволяет имитировать подобные условия. Данная модель была успешно воспроизведена на мышах и крысах. Сдавление кожи магнитами приводи к значимому снижению кровоснабжения, уменьшению количества трофических факторов, увеличению экссудата. Более того, степень повреждения может варьировать, манипулируя временем сдавления, числом циклов ишемии/реперфузии [24, 30, 50, 51, 52]. Длительное сдавление кожной складки без инвазии магнитов также способно образовывать ишемические язвы без предварительного вмешательства [53]. Обзор моделей хронических ран приведен в таблице 4.  

Заключение

В настоящее время в литературе описано большое количество подходов к моделированию ран у животных, которые, в некоторой степени, отражают патологические процессы, наблюдаемые у людей. Чаще всего в исследованиях используются мыши, крысы и кролики ввиду их дешевизны и простоты содержания. Формирование эксцизионного кожного дефекта на спине у грызунов наиболее распространенно ввиду воспроизводимости и простоты создания. Хотя анатомо-гистологическое строение кожи грызунов и человека значимо отличается, выбор модели должен быть основан на целях исследования, возможности создания условий, максимально приближенных к клинической ситуации, включая исследование ожогов, ишемии и денервации кожи и других. Основным лимитирующим факторов всех моделей главным образом является время заживления дефектов. Во-первых, оно не сопоставимо с реальными сроками восстановления целостности кожи у людей, а во-вторых, может быть не достаточным для оценки фармакодинамики исследуемых препаратов, в связи с чем были разработаны и валидированы подходы хронических ран на диких животных, например, эксцизионные кожные дефекты хвоста мыши или уха кролика, и на трансгенных линиях, включая мышей с сахарным диабетом.

Выводы

Имеющиеся раневые модели подходят не для всех заболеваний, встречающихся в медицине и характеризующихся длительным хроническим течением заживления ран. Они лишь частично пересекаются с патофизиологическими процессами, наблюдаемые у людей при сахарном диабете, хронической ишемии конечностей, лучевом поражении и других. Более того, результаты воспроизведения одних и тех же моделей разнородны и зачастую не всегда могут быть достигнуты. По-прежнему активно разрабатываются новые средства терапии ран, в том числе направленные на коррекцию хронического процесса. Все эти факторы требуют создания, валидации и внедрения унифицированных протоколов моделей острых и хронических ран, которые характеризуются воспроизводимостью и обеспечивают максимальное сходство патологических процессов в отдельных клинических ситуациях.

×

Об авторах

Евгений Дмитриевич Копылов

Научно-исследовательский институт морфологии человека им. академика А.П. Авцына Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Российский научный центр хирургии им. академика Б.В. Петровского; АО "Гистографт"

Email: evgenijkopylov19540@gmail.com
ORCID iD: 0009-0008-9927-5608
SPIN-код: 1118-4358
Scopus Author ID: 58526020100
Россия, 117418, г. Москва, ул. Цюрупы, д. 3; 119333, Москва, ул. Губкина, д.3, стр. 2

Евгений Валерьевич Пресняков

Российский научный центр хирургии имени академика Б.В. Петровского; АО «Гистографт»

Email: uvpres@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-1546-5129
SPIN-код: 4001-4715
Россия, 117588, Москва, Литовский бульвар, д. 1А; 119333, Москва, ул. Губкина, д.3, стр. 2

Михаил Васильевич Толгский

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования "Северо-Западный государственный медицинский университет имени И.И. Мечникова" Министерства здравоохранения Российской Федерации

Email: MVTolgskiy@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-2884-0565
SPIN-код: 2066-9164
Россия, 195015, г. Санкт-Петербург, Кирочная ул., 41

Анастасия Николаевна Андреева

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования "Северо-Западный государственный медицинский университет имени И.И. Мечникова" Министерства здравоохранения Российской Федерации

Email: Mmm.andreeva7728@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-8871-3317
SPIN-код: 5608-0036
Россия, 195015, г. Санкт-Петербург, Кирочная ул., 41

Никита Андреевич Сомов

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования "Северо-Западный государственный медицинский университет имени И.И. Мечникова" Министерства здравоохранения Российской Федерации

Email: Workszgmu@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-1514-589X
SPIN-код: 2582-1365
Россия, 195015, г. Санкт-Петербург, Кирочная ул., 41

Мария Васильевна Ревкова

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования "Северо-Западный государственный медицинский университет имени И.И. Мечникова" Министерства здравоохранения Российской Федерации

Автор, ответственный за переписку.
Email: lame_horse15@mail.ru
ORCID iD: 0009-0002-9012-2492
SPIN-код: 2335-6969
Россия, 195015, г. Санкт-Петербург, Кирочная ул., 41

Илья Ядигерович Бозо

Российский научный центр хирургии имени академика Б.В. Петровского; АО «Гистографт»

Email: bozo.ilya@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-0138-5614
SPIN-код: 9083-5715

канд. мед. наук

Россия, 117588, Москва, Литовский бульвар, д. 1А; 119333, Москва, ул. Губкина, д.3, стр. 2

Список литературы

  1. Martinengo L, Olsson M, Bajpai R, et al. Prevalence of chronic wounds in the general population: systematic review and meta-analysis of observational studies. Ann Epidemiol. 2019;29:8-15. doi: 10.1016/j.annepidem.2018.10.005.
  2. Kathawala MH, Ng WL, Liu D, et al. Healing of Chronic Wounds: An Update of Recent Developments and Future Possibilities. Tissue Eng Part B Rev. 2019;25(5):429-444. doi: 10.1089/ten.TEB.2019.0019.
  3. Chien S, Wilhelmi BJ. A simplified technique for producing an ischemic wound model. J Vis Exp. 2012;(63):e3341. Published 2012 May 2. doi: 10.3791/3341.
  4. Grada A, Mervis J, Falanga V. Research Techniques Made Simple: Animal Models of Wound Healing. J Invest Dermatol. 2018;138(10):2095-2105.e1. doi: 10.1016/j.jid.2018.08.005.
  5. Mustoe TA, O'Shaughnessy K, Kloeters O. Chronic wound pathogenesis and current treatment strategies: a unifying hypothesis. Plast Reconstr Surg. 2006;117(7 Suppl):35S-41S. doi: 10.1097/01.prs.0000225431.63010.1b
  6. 6. Grambow E, Sorg H, Sorg CGG, Strüder D. Experimental Models to Study Skin Wound Healing with a Focus on Angiogenesis. Med Sci (Basel). 2021;9(3):55. Published 2021 Aug 25. doi: 10.3390/medsci9030055.
  7. Sami DG. Wound healing models: A systematic review of animal and non-animal models. Wound Medicine. Published online 2019. doi: 10.1016/j.wndm.2018.12.001
  8. Lou D, Luo Y, Pang Q, Tan WQ, Ma L. Gene-activated dermal equivalents to accelerate healing of diabetic chronic wounds by regulating inflammation and promoting angiogenesis. Bioact Mater. 2020;5(3):667-679. Published 2020 May 8. doi: 10.1016/j.bioactmat.2020.04.018
  9. Ansell DM, Campbell L, Thomason HA, Brass A, Hardman MJ. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regen. 2014;22(2):281-287. doi: 10.1111/wrr.12148
  10. Blaise O, Duchesne C, Banzet S, Rousseau A, Frescaline N. A Murine Model of a Burn Wound Reconstructed with an Allogeneic Skin Graft. J Vis Exp. 2020;(162):10.3791/61339. Published 2020 Aug 8. doi: 10.3791/61339
  11. 11. Calum H, Høiby N, Moser C. Burn mouse models. Methods Mol Biol. 2014;1149:793-802. doi: 10.1007/978-1-4939-0473-0_60
  12. Wang X, Ge J, Tredget EE, Wu Y. The mouse excisional wound splinting model, including applications for stem cell transplantation. Nat Protoc. 2013;8(2):302-309. doi: 10.1038/nprot.2013.002
  13. Trujillo AN, Kesl SL, Sherwood J, Wu M, Gould LJ. Demonstration of the rat ischemic skin wound model. J Vis Exp. 2015;(98):e52637. Published 2015 Apr 1. doi: 10.3791/52637
  14. Hu CH, Tseng YW, Chiou CY, et al. Bone marrow concentrate-induced mesenchymal stem cell conditioned medium facilitates wound healing and prevents hypertrophic scar formation in a rabbit ear model. Stem Cell Res Ther. 2019;10(1):275. Published 2019 Aug 28. doi: 10.1186/s13287-019-1383-x
  15. Lovasova V, Bem R, Chlupac J, et al. Animal experimental models of ischemic wounds - A review of literature. Wound Repair Regen. 2022;30(2):268-281. doi: 10.1111/wrr.12996
  16. Campos LF, Tagliari E, Casagrande TAC, et al. Effects of probiotics supplementation on skin wound healing in diabetic rats. Arq Bras Cir Dig. 2020;33(1):e1498. doi: 10.1590/0102-672020190001e1498
  17. Rhea L, Dunnwald M. Murine Excisional Wound Healing Model and Histological Morphometric Wound Analysis. J Vis Exp. 2020;(162):10.3791/61616. Published 2020 Aug 21. doi: 10.3791/61616
  18. Ansell DM, Kloepper JE, Thomason HA, Paus R, Hardman MJ. Exploring the "hair growth-wound healing connection": anagen phase promotes wound re-epithelialization. J Invest Dermatol. 2011;131(2):518-528. doi: 10.1038/jid.2010.291
  19. Gamelli RL, He LK. Incisional wound healing. Model and analysis of wound breaking strength. Methods Mol Med. 2003;78:37-54. doi: 10.1385/1-59259-332-1:037
  20. Furman BL. Streptozotocin-Induced Diabetic Models in Mice and Rats. Curr Protoc. 2021;1(4):e78. doi: 10.1002/cpz1.78
  21. Masson-Meyers DS, Andrade TAM, Caetano GF, et al. Experimental models and methods for cutaneous wound healing assessment. Int J Exp Pathol. 2020;101(1-2):21-37. doi: 10.1111/iep.12346
  22. Kottaisamy CPD, Raj DS, Prasanth Kumar V, Sankaran U. Experimental animal models for diabetes and its related complications-a review. Lab Anim Res. 2021;37(1):23. Published 2021 Aug 24. doi: 10.1186/s42826-021-00101-4
  23. Peirce SM, Skalak TC, Rodeheaver GT. Ischemia-reperfusion injury in chronic pressure ulcer formation: a skin model in the rat. Wound Repair Regen. 2000;8(1):68-76. doi: 10.1046/j.1524-475x.2000.00068.x
  24. Dai T, Kharkwal GB, Tanaka M, Huang YY, Bil de Arce VJ, Hamblin MR. Animal models of external traumatic wound infections. Virulence. 2011;2(4):296-315. doi: 10.4161/viru.2.4.16840
  25. Schreiter J, Meyer S, Schmidt C, Schulz RM, Langer S. Dorsal skinfold chamber models in mice. GMS Interdiscip Plast Reconstr Surg DGPW. 2017;6:Doc10. Published 2017 Jul 10. doi: 10.3205/iprs000112
  26. Laschke MW, Menger MD. The dorsal skinfold chamber: A versatile tool for preclinical research in tissue engineering and regenerative medicine. Eur Cell Mater. 2016;32:202-215. Published 2016 Sep 20. doi: 10.22203/eCM.v032a13
  27. Biel NM, Lee JA, Sorg BS, Siemann DW. Limitations of the dorsal skinfold window chamber model in evaluating anti-angiogenic therapy during early phase of angiogenesis. Vasc Cell. 2014;6:17. Published 2014 Aug 4. doi: 10.1186/2045-824X-6-17
  28. Yu CO, Leung KS, Fung KP, et al. The characterization of a full-thickness excision open foot wound model in n5-streptozotocin (STZ)-induced type 2 diabetic rats that mimics diabetic foot ulcer in terms of reduced blood circulation, higher C-reactive protein, elevated inflammation, and reduced cell proliferation. Exp Anim. 2017;66(3):259-269. doi: 10.1538/expanim.17-0016
  29. Takeuchi Y, Ueno K, Mizoguchi T, et al. Development of Novel Mouse Model of Ulcers Induced by Implantation of Magnets. Sci Rep. 2017;7(1):4843. Published 2017 Jul 7. doi: 10.1038/s41598-017-05250-y
  30. Alapure BV, Lu Y, Peng H, Hong S. Surgical Denervation of Specific Cutaneous Nerves Impedes Excisional Wound Healing of Small Animal Ear Pinnae. Mol Neurobiol. 2018;55(2):1236-1243. doi: 10.1007/s12035-017-0390-0
  31. Shu B, Xie JL, Xu YB, et al. Effects of skin-derived precursors on wound healing of denervated skin in a nude mouse model. Int J Clin Exp Pathol. 2015;8(3):2660-2669. Published 2015 Mar 1.
  32. Souza BR, Cardoso JF, Amadeu TP, Desmoulière A, Costa AM. Sympathetic denervation accelerates wound contraction but delays reepithelialization in rats. Wound Repair Regen. 2005;13(5):498-505. doi: 10.1111/j.1067-1927.2005.00070.x
  33. Nowak NC, Menichella DM, Miller R, Paller AS. Cutaneous innervation in impaired diabetic wound healing. Transl Res. 2021;236:87-108. doi: 10.1016/j.trsl.2021.05.003
  34. Falanga V, Schrayer D, Cha J, et al. Full-thickness wounding of the mouse tail as a model for delayed wound healing: accelerated wound closure in Smad3 knock-out mice. Wound Repair Regen. 2004;12(3):320-326. doi: 10.1111/j.1067-1927.2004.012316.x
  35. Kieran I, Knock A, Bush J, et al. Interleukin-10 reduces scar formation in both animal and human cutaneous wounds: results of two preclinical and phase II randomized control studies. Wound Repair Regen. 2013;21(3):428-436. doi: 10.1111/wrr.12043
  36. Cogan NG, Mellers AP, Patel BN, et al. A mathematical model for the determination of mouse excisional wound healing parameters from photographic data. Wound Repair Regen. 2018;26(2):136-143. doi: 10.1111/wrr.12634
  37. Park SA, Teixeira LB, Raghunathan VK, et al. Full-thickness splinted skin wound healing models in db/db and heterozygous mice: implications for wound healing impairment. Wound Repair Regen. 2014;22(3):368-380. doi: 10.1111/wrr.12172
  38. Arkhipova AYu, Kulikov DA, Moisenovich AM, et al. Fibroin-Gelatin composite stimulates the regeneration of a splinted Full-Thickness skin wound in mice. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 2019;168(1):95-98. doi: 10.1007/s10517-019-04656-0
  39. Michaels J 5th, Churgin SS, Blechman KM, et al. db/db mice exhibit severe wound-healing impairments compared with other murine diabetic strains in a silicone-splinted excisional wound model. Wound Repair Regen. 2007;15(5):665-670. doi: 10.1111/j.1524-475X.2007.00273.x
  40. Kugelberg E, Norström T, Petersen TK, Duvold T, Andersson DI, Hughes D. Establishment of a superficial skin infection model in mice by using Staphylococcus aureus and Streptococcus pyogenes. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49(8):3435-3441. doi: 10.1128/AAC.49.8.3435-3441.2005
  41. White J, Thomas J, Maass DL, Horton JW. Cardiac effects of burn injury complicated by aspiration pneumonia-induced sepsis. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2003;285(1):H47-H58. doi: 10.1152/ajpheart.00833.2002
  42. Ulkür E, Oncül O, Karagöz H, Celiköz B, Cavuşlu S. Comparison of silver-coated dressing (Acticoat), chlorhexidine acetate 0.5% (Bactigrass), and silver sulfadiazine 1% (Silverdin) for topical antibacterial effect in Pseudomonas aeruginosa-contaminated, full-skin thickness burn wounds in rats. J Burn Care Rehabil. 2005;26(5):430-433. doi: 10.1097/01.bcr.0000176879.27535.09
  43. Yarboro SR, Baum EJ, Dahners LE. Locally administered antibiotics for prophylaxis against surgical wound infection. An in vivo study [published correction appears in J Bone Joint Surg Am. 2008 Feb;90(2):384]. J Bone Joint Surg Am. 2007;89(5):929-933. doi: 10.2106/JBJS.F.00919
  44. Huang SP, Huang CH, Shyu JF, et al. Promotion of wound healing using adipose-derived stem cells in radiation ulcer of a rat model. Journal of Biomedical Science. 2013;20(1):51. doi: 10.1186/1423-0127-20-51
  45. Fujita K, Nishimoto S, Fujiwara T, et al. A new rabbit model of impaired wound healing in an X-ray-irradiated field. PLoS ONE. 2017;12(9):e0184534. doi: 10.1371/journal.pone.0184534
  46. Lee J, Jang H, Park S, et al. Platelet-rich plasma activates AKT signaling to promote wound healing in a mouse model of radiation-induced skin injury. Journal of Translational Medicine. 2019;17(1). doi: 10.1186/s12967-019-2044-7
  47. Oliver RA, Lovric V, Yu Y, et al. Development of a novel model for the assessment of Dead-Space management in soft tissue. PLoS ONE. 2015;10(8):e0136514. doi: 10.1371/journal.pone.0136514
  48. Nayaka SS, Krishna V, Narayana J, Ravi KS, Santosh KSR. Diabetic wound healing activity of Elaeagnus conferta Roxb. leaf ethanol extract. Research Journal of Biotechnology. 2023;18(11):154-164. doi: 10.25303/1811rjbt01540164
  49. Stekelenburg A, Oomens C, Bader D. Compression-Induced Tissue Damage: animal models. In: Springer eBooks. ; 2005:187-204. doi: 10.1007/3-540-28804-x_12
  50. Wassermann E, Van Griensven M, Gstaltner K, Oehlinger W, Schrei K, Redl H. A chronic pressure ulcer model in the nude mouse. Wound Repair and Regeneration. 2009;17(4):480-484. doi: 10.1111/j.1524-475x.2009.00502.x
  51. Nunan R, Harding KG, Martin P. Clinical challenges of chronic wounds: searching for an optimal animal model to recapitulate their complexity. Disease Models & Mechanisms. 2014;7(11):1205-1213. doi: 10.1242/dmm.016782
  52. Stadler I, Zhang RY, Oskoui P, et al. Development of a simple, noninvasive, clinically relevant model of pressure ulcers in the mouse. Journal of Investigative Surgery. 2004;17(4):221-227. doi: 10.1080/08941930490472046
  53. Дешевой Ю.Б., Насонова Т.А., Добрынина О.А., и др. Условия применения сингенных мультипотентных мезенхимальных стволовых клеток (ММСК) жировой ткани для терапии тяжелых радиационных поражений кожи в эксперименте // Гены и Клетки. - 2019. - Т. 14. - №3. - C. 77-77. doi: 10.23868/gc122470
  54. Морфология заживления ран: научное издание. Н. Н. Аничков, К. Г. Волкова, В. Г. Гаршин; Институт экспериментальной мед. - М.: Академия мед. наук СССР, 1951. - 127 с.
  55. Wang X, Ge J, Tredget EE, Wu Y. The mouse excisional wound splinting model, including applications for stem cell transplantation. Nature Protocols. 2013;8(2):302-309. doi: 10.1038/nprot.2013.002
  56. Choudhary V, Choudhary M, Bollag WB. Exploring skin wound healing models and the impact of natural lipids on the healing process. International Journal of Molecular Sciences. 2024;25(7):3790. doi: 10.3390/ijms25073790
  57. Шестакова В.Г. Стимулированный ангиогенез и его роль в репаративной регенерации кожи. Журнал анатомии и гистопатологии. 2018;7(3):117-124. https://doi.org/10.18499/2225-7357-2018-7-3-117-124

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Эко-Вектор,


Периодический печатный журнал зарегистрирован как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): № 0110212 от 08.02.1993.
Сетевое издание зарегистрировано как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): ЭЛ № ФС 77 - 84733 от 10.02.2023.