Experimental models of chronic wounds

Cover Page


Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription or Fee Access

Abstract

Management of chronic, non-healing wounds is one of the pressing challenges in surgery. Demonstrating the effectiveness of novel drugs and medical devices is essential for their implementation in clinical practice. For this purpose, many animal models of wound healing have been developed, including in small rodents, which, however, have a specific skin structure and soft tissue regeneration. This review presents comparative characteristics of the main experimental wound models, including chronic ones, and describes their benefits and limitations.

Experimental studies most commonly involve mice, rats, and rabbits due to their relatively low cost and ease of maintenance. The most widely used wound modeling method is the creation of an excisional skin defect (with or without modifications) on the back of rodents. This model is technically simple and allows for partial reproduction of various pathological conditions. Although none of the models fully replicates the chronic wound healing process, modeling in small rodents (mice, rats) and rabbits remains the primary approach for studying regeneration and evaluating the efficacy of therapeutic interventions. Excisional and incisional wound models on the back of rodents are popular due to their simplicity and reproducibility. However, a significant limitation of these models is rapid wound closure by contraction, which is uncharacteristic of human healing. Chronic wound models (splinting, tail wounds in mice or ear wounds in rabbits, hyperglycemia, and others) more accurately reproduce the healing process and better reflect clinical situations. The choice of a specific model depends on the study aims and the species-specific features of laboratory animals. Moreover, the short healing period in animals often limits the ability to assess treatment efficacy. Improving and standardizing existing wound models, as well as developing novel experimental approaches, remain important tasks for regenerative medicine and surgery.

Full Text

ВВЕДЕНИЕ

Хронические, длительно незаживающие раны, включая трофические язвы, обширные ожоги, изменения кожи при синдроме диабетической стопы и другие, представляют собой одну из серьёзных проблем хирургии и здравоохранения. Согласно имеющимся данным эпидемиологических исследований, распространённость хронических ран составляет 1–2% населения во всём мире [1]. Хронические раны являются причиной длительного болевого синдрома и могут осложняться сепсисом. При сахарном диабете хронические дефекты кожи и мягких тканей стоп (синдром диабетической стопы) нередко приводят к необходимости ампутации конечности. Несмотря на большое количества подходов к терапевтической коррекции подобных ран у пациентов, разработка эффективного лечения по-прежнему остаётся актуальной задачей [2].

Для моделирования острых и хронических ран в условиях эксперимента чаще всего используют мышей, крыс и кроликов. Можно выделить несколько основных принципиально различных подходов к формированию экспериментальных ран: эксцизионные (иссечение участка тканей) и продольные инцизионные (рассечение тканей) разрезы, ожоги, использование клейких лент (тейпов), воздействие рентгеновского излучения. Остальные варианты являются модификациями перечисленных основных подходов.

ВЫБОР ВИДА ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ

Выбор вида животных — важный этап планирования эксперимента, который должен основываться как на общих аспектах, включая анатомо-физиологические особенности конкретного вида, так и на практических факторах — стоимость, доступность и условия содержания. Строение кожи у грызунов и кроликов значительно отличается от человека (табл. 1): кожа тонкая и подвижна относительно нижележащих слоёв, на туловище отсутствуют потовые железы, а раны заживают путём контракции благодаря наличию подкожной мышцы (m. panniculus carnosus). Кроме того, кожа животных характеризуется высокой плотностью волосяных фолликулов, а некоторые виды грызунов способны к эндогенному синтезу витамина С, который способствует образованию коллагена [3–6]. Сравнительные характеристики некоторых видов экспериментальных животных представлены в табл. 1 и 2.

 

Таблица 1. Строение кожи экспериментальных животных и человека

Table 1. Skin structure in experimental animals and humans

Параметр

Человек

Мышь

Крыса

Кролик (порода New Zealand)

Толщина кожи, мм

2,0–3,0

0,4–1,0

1,0–2,0

1,8–2,0

Плотность волосяного покрова, шт./см2

20–50 (тело)

500–1000 (ВЧГ)

658

289

80

Наличие эккриновых потовых желёз

Да

Да (на подушечках передних и задних лап)

Да (на ладонной поверхности передних и задних лап)

Нет

Подвижность относительно нижележащих тканей

Нет (кроме шеи)

Да

Да

Да

Эндогенный синтез витамина С

Нет

Да

Да

Да

Механизм первичного заживления

Реэпителизация

Контракция

Контракция

Контракция

Примечание. ВЧГ — волосистая часть головы.

 

Таблица 2. Сравнительная характеристика лабораторных животных, используемых для моделирования ран

Table 2. Comparative characteristics of laboratory animals used for wound modeling

Модельное животное

Преимущества

Недостатки

Мышь

Небольшой размер;

удобство содержания;

много трансгенных линий;

большой выбор видоспецифичных антител;

модель раны на хвосте считается хронической раной [3]

Кожа мышей отличается от кожи человека; не характерны длительные незаживающие раны;

раны заживают путём контракции; необходима модификация моделей для длительного заживления

Крыса

Относительно недорогие;

удобство содержания;

крупнее мышей, что позволяет увеличить размер ран;

широко используются

Такие же, как у мышей

Кролик

Доступны и широко используются;

большая площадь формирования ран;

процессы заживления раны ушной раковины сходны с человеком

Дороже, чем мыши и крысы;

модель ишемизированного уха достаточно плохо воспроизводится;

ишемия обратима

 

МОДЕЛИ ОСТРЫХ РАН

Для формирования кожных ран используются различные методики, основные характеристики которых суммированы в табл. 3. Наиболее часто сравнительную динамику заживления оценивают на модели эксцизионных ран на спине грызунов [7–9]. Опубликованные экспериментальные протоколы очень вариабельны — различаются размеры ран и их количество, а также методы оценки заживления [10, 11]. Известно, что на скорость заживления влияет фаза цикла роста волос, поскольку регенеративные процессы и рост волос частично регулируются общими внутриклеточными сигнальными путями — FGF (fibroblast growth factor), VEGF (vascular endothelial growth factor), TGF-β (transforming growth factor beta) [12]. В этой связи некоторые авторы рекомендуют использовать животных в фазе позднего катагена или телогена [13].

 

Таблица 3. Экспериментальные модели острых ран

Table 3. Experimental models of acute wounds

Модель

Описание

Преимущества

Недостатки

Эксцизионная модель

Формирование раны различного диаметра на всю толщину кожи спины с вовлечением m. panniculus carnosus

Одна из основных моделей:

простота в выполнении;

формирование ран различного размера;

возможно формировать несколько ран у одного животного [7, 8, 9]

Заживление путём контракции;

не воспроизводит хронические процессы

Инцизионная модель

Продольный разрез на спине на всю толщину кожи

Одна из основных моделей:

простота в выполнении;

хорошая воспроизводимость;

позволяет исследовать формирование рубцов и заживление послеоперационных ран

Такие же, как у эксцизионной модели

Ожоговая модель

Ожог формируется с использованием:

нагретой проволоки;

горячей воды;

пара;

электричества

Модель проста в выполнении

Быстрое заживление за счёт контракции;

модель не воспроизводит патофизиологические процессы при заживлении ожогов у человека

Использование клейких лент (тейпов)

Многократное прикрепление и удаление адгезивных лент на спине грызунов

Модель проста в выполнении;

неинвазивная;

практически безболезненная для животных;

воспроизводит стадию эпителизации у человека

Позволяет формировать только поверхностные раны (дефект рогового слоя эпидермиса);

не воспроизводит хронический процесс;

низкая воспроизводимость из-за невозможности точно контролировать силу прикрепления ленты, скорость и угол отрыва

 

Другой подход к созданию экспериментальных ран заключается в формировании продольного (инцизионного) кожного разреза на спине животных с помощью острых инструментов — скальпеля или ножниц [14, 15]. Процесс заживления таких ран можно классифицировать на первичный и вторичный, в зависимости от способа закрытия дефекта. Первичное заживление, при сшивании краёв раны, позволяет оценивать эпителизацию, тестировать хирургические материалы и, в меньшей степени — из-за ограниченного объёма повреждённой ткани — изучать механизмы заживления. Вторичное заживление воспроизводится в условиях, когда рана остаётся открытой, и позволяет исследовать рубцевание, включая формирование гипертрофических рубцов [14].

Ожоговые повреждения, наносимые с помощью разогретых предметов, горячей воды и, реже, электричества, также являются способом формирования острых ран. Термические травмы подходят для оценки эпителизации, образования грануляционной ткани, неоангиогенеза и других процессов регенерации тканей. В зависимости от целей эксперимента и предполагаемых сроков наблюдения, площадь термического поражения может быть разной, что позволяет при необходимости расширить временной интервал для детекции эффекта экспериментальных методов лечения [16–19].

Использование адгезивных лент для формирования ран является наименее распространённым подходом. Эта модель предполагает частичное повреждение кожи, рогового слоя эпидермиса и ориентирована на изучение процессов эпителизации при острой травме, а также хорошо адаптирована для оценки нарушений барьерной функции кожного покрова. Однако частичное травмирование эпидермиса не позволяет исследовать процессы повреждения и регенерации при более глубоких кожных дефектах, а особенности метода нанесения травмы затрудняют стандартизацию [9].

МОДЕЛИ ХРОНИЧЕСКИХ РАН

В отличие от острых ран, которые характеризуются сменяемостью фаз в процессе заживления (коагуляция, воспаление, миграция-пролиферация и ремоделирование), а также имеют относительно предсказуемые временные рамки, хронические раны не обладают подобными фазово-временными характеристиками [20]. Замедление заживления хронических ран обусловлено как действием отдельных факторов, так и их сочетанным влиянием. К числу таких факторов относятся повреждения компонентов микроциркуляторного русла и иннервации (при сахарном диабете), локальное сдавление тканей (при отёке) и персистирующее скопление иммунных клеток. Одним из основных лимитирующих факторов при моделировании хронических ран у грызунов и кроликов является их способность к быстрому заживлению. В этой связи, для искусственного увеличения сроков регенерации кожи, исследователи моделируют условия, имитирующие патологические процессы, характерные для человека.

Так, техника шинирования заключается в имплантации в края раны шин, чаще всего представляющих собой силиконовые кольца, которые физически ограничивают сокращение подкожной мышцы. Такой подход смещает процесс заживления с контракции в сторону формирования грануляционной и эпителиальной ткани, тем самым увеличивая продолжительность регенерации кожи [21–23]. Отдельно следует выделить подход, известный как «skin fold chamber». В этом случае формирование кожного дефекта происходит за счёт аппликации устройства, зажимающего кожный лоскут, и изначально ориентировано на изучение микроциркуляторного русла in vivo, а не на оценку динамики регенерации. Однако эта модель также позволяет визуализировать мелкие сосуды в процессе первичного и вторичного заживления ран [24, 25].

Описанные выше модели острой травмы, дополненные некоторыми факторами, могут в определённой степени воспроизводить патологические процессы, характерные для регенерации хронических ран. Одним из таких факторов является индукция гипергликемии [26–29]. Животных с сахарным диабетом получают с помощью химического или хирургического вмешательства, а также путём введения специальной диеты. Кроме того, существуют трансгенные линии мышей, такие как db/db (спонтанный диабет 2 типа) и ob/ob (ожирение) [30]. Введение химических веществ, таких как стрептозотоцин или аллоксан, используется как быстрый и доступный метод моделирования гипергликемии, однако он не отражает естественное течение заболевания. Трансгенные линии животных лишены этих недостатков, но их использование существенно повышает стоимость исследования.

Ограничения, связанные с применением модели сахарного диабета и трансгенных линий животных, обусловили необходимость разработки новых подходов для создания кожных дефектов с длительным сроком заживления. Одной из таких разработок стала модель раневого дефекта на хвосте мыши [31]. Эксцизионный разрез размером 0,5х1,0 см выполняется на дорсальной поверхности хвоста на 0,5–1,0 см дистальнее туловища. В отличие от эксцизионных дефектов стандартного размера на коже спины мышей и крыс, данная модель заживает в течение 18–25 дней, что обеспечивает достаточно продолжительный период для исследования терапевтического эффекта лекарственных средств. Сходная методика предполагает формирование дефекта на стопе грызунов [32, 33]. Прямоугольные раны размером примерно 2х5 мм создаются на задней конечности крыс с целью изучения воспаления, контракции и эпителизации. В подобные исследования могут быть включены животные с индуцированным сахарным диабетом.

В силу особенностей строения кожи (плотное соединение с хрящом) раны на ушной раковине кроликов преимущественно заживают путём эпителизации и образования грануляционной ткани, что соответствует поздним фазам регенерации ран у человека [34, 35]. Дополнительные условия, негативно влияющие на восстановление целостности кожи в этой модели, включают гипергликемию, а также ишемию и денервацию после пересечения сосудисто-нервных пучков [36]. Химическая или хирургическая денервация других участков кожных покровов может быть использована для изучения роли нервной системы в регенерации кожи [37–40].

Присоединение инфекционного процесса к нарушенному заживлению дефектов кожи у человека требует разработки новых методов лечения и создания моделей на животных для их тестирования. Для моделирования инфицированных ран исследователи используют различные виды острых повреждений в сочетании с патогенными микроорганизмами и инородными предметами [41–43]. На рану, сформированную на дорсальной или вентральной поверхности туловища животного, наносится взвесь патогенных микроорганизмов (S. aureus, P. aeruginosa, C. albicans и других), вызывающих развитие инфекционного, часто гнойного, процесса. Эта модель позволяет оценивать фармакодинамику медицинских изделий и лекарственных средств с антимикробным действием.

Лучевая терапия, применяемая при лечении онкологических заболеваний, может осложняться повреждениями кожи, процессы регенерации в которых существенно замедлены. Это обстоятельство обусловило необходимость создания модели лучевых повреждений на животных, которая используется как для изучения осложнений лучевой терапии, так и для формирования хронических ран в целом. Создание кожного дефекта происходит путём облучения кожного покрова на спине или конечностях грызунов в различных дозах c последующим иссечением кожного лоскута в облучённой области [44–47]. Применение высоких доз излучения позволяет добиться отсроченного заживления, однако сам подход требует навыков работы со специализированным оборудованием и экранирования остальных участков тела животных для предотвращения высокой летальности.

Создание модели «мёртвого пространства» заключается в подкожной или внутримышечной имплантации инородных предметов, например, полипропиленовых трубок, с целью формирования полости, сходной с той, что возникает у человека после эксцизии мягких тканей и ушивания послеоперационного дефекта. Модель обычно выполняется на кроликах, она удобна и эффективна для оценки реакций на имплантаты, предназначенные для коррекции данного состояния. Этот подход позволяет формировать несколько «мёртвых пространств» у одного животного, размеры дефекта релевантны клиническим случаям, а для фиксации результатов подходят любые методы, включая лабораторные и инструментальные исследования [48].

Восстановление кровотока после ишемии, вызванной длительным сдавлением, имеет сходство с патологическими процессами, происходящими при пролежнях [49]. Имплантация магнитов под кожу с периодическим её сдавлением вторым магнитом позволяет имитировать подобные условия [50]. Данная модель была успешно воспроизведена на мышах и крысах. Сдавление магнитами приводит к значительному снижению кровоснабжения участка кожи, уменьшению количества трофических факторов и увеличению объёма экссудата. Более того, в зависимости от целей эксперимента степень повреждения можно варьировать, изменяя продолжительность сдавления, а также число циклов ишемии/реперфузии [51–53]. Длительное сдавление кожной складки без инвазии магнитов также способно вызывать ишемические язвы.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящее время в литературе описано большое количество подходов к моделированию ран у животных, которые в той или иной степени воспроизводят патологические процессы, наблюдаемые у человека [54]. Чаще всего в подобных исследованиях используют мышей, крыс и кроликов по причине их относительно низкой стоимости и доступности содержания. Самым распространённым методом является формирование эксцизионного кожного дефекта на спине у грызунов, за счёт хорошей воспроизводимости и простоты выполнения. Кроме определённых особенностей строения кожи у грызунов, при выборе модели следует учитывать цели исследования и возможность создания условий, максимально приближенных к клинической ситуации. Основным лимитирующим факторов всех описанных моделей остаётся срок заживления кожных дефектов: во-первых, он не сопоставим с реальными сроками восстановления целостности кожи у человека, а во-вторых, часто оказывается недостаточным для оценки фармакодинамики исследуемых препаратов. В связи с этим были разработаны и валидированы подходы, позволяющие моделировать хронические раны, включая эксцизионные кожные дефекты на хвосте мыши или на ушной раковине кролика, а также использование трансгенных линий животных, например мышей с сахарным диабетом [55].

ВЫВОДЫ

Имеющиеся раневые модели не в полной мере воспроизводят заболевания, встречающиеся в медицинской практике и характеризующиеся длительным хроническим течением заживления кожных дефектов. Они лишь частично отражают патофизиологические процессы, протекающие у человека при сахарном диабете, хронической ишемии конечностей, лучевом поражении и других состояниях. Более того, результаты применения одних и тех же моделей разными исследователями часто оказываются неоднородными и не могут быть воспроизведены. Несмотря на активную разработку новых средств терапии ран, в том числе направленных на коррекцию хронического процесса, остаётся актуальной задача создания, валидации и внедрения унифицированных протоколов моделирования острых и хронических ран. Такие протоколы должны обеспечивать высокую воспроизводимость и максимальное соответствие патологическим процессам, характерным для конкретных клинических ситуаций.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Вклад авторов. Е.Д. Копылов — обзор литературы, анализ и систематизация данных, написание текста статьи; Е.В. Пресняков — анализ публикаций, рецензирование и редактирование статьи; М.В. Толгский — сбор и анализ литературы, редактирование текста; А.Н. Андреева — сбор и анализ литературных источников, написание текста статьи; Н.А. Сомов — сбор и анализ литературы, редактирование статьи, форматирование; М.В. Ревкова — редактирование статьи, форматирование, подготовка статьи к публикации; И.Я. Бозо — обзор работы, внесение правок, подготовка к публикации. Все авторы одобрили рукопись (версию для публикации), а также согласились нести ответственность за все аспекты работы, гарантируя надлежащее рассмотрение и решение вопросов, связанных с точностью и добросовестностью любой её части.

Источники финансирования. Авторы заявляют об отсутствии внешнего финансирования при проведении исследования.

Раскрытие интересов. Авторы заявляют об отсутствии отношений, деятельности и интересов за последние три года, связанных с третьими лицами (коммерческими и некоммерческими), интересы которых могут быть затронуты содержанием статьи.

Доступ к данным. Редакционная политика в отношении совместного использования данных к настоящей работе не применима, новые данные не собирали и не создавали.

Генеративный искусственный интеллект. При создании настоящей статьи технологии генеративного искусственного интеллекта не использовали.

Рассмотрение и рецензирование. Настоящая работа подана в журнал в инициативном порядке и рассмотрена по обычной процедуре. В рецензировании участвовали два внешних рецензента, член редакционной коллегии и научный редактор издания.

ADDITIONAL INFORMATION

Author contributions: E.D. Kopylov: sources review, formal analysis, writing—original draft; E.V. Presnyakov: sources analysis, writing—review & editing; M.V. Tolgsky: collection and analysis of sources, writing— review & editing; A.N. Andreeva: collection and analysis of sources, writing—original draft; N.A. Somov: collection and analysis of sources, writing—review & editing, visualization; M.V. Revkova: writing—review & editing, visualization, project administration; I.Ya. Bozo: supervision, writing—review & editing, project administration. All the authors approved the version of the manuscript to be published and agreed to be accountable for all aspects of the work, ensuring that questions related to the accuracy or integrity of any part of the work are appropriately investigated and resolved.

Funding sources: The authors declare no external funding was received for conducting the study.

Disclosure of interests: The authors have no relationships, activities, or interests for the last three years related to for-profit or not-for-profit third parties whose interests may be affected by the content of the article.

Data availability: The editorial policy regarding data sharing is not applicable to this work, as no new data was collected or generated.

Generative artificial intelligence: No generative artificial intelligence technologies were used in the creation of this article.

Review and peer review: This work was submitted to the journal on an unsolicited basis and reviewed through the standard procedure. The review process involved two external peer reviewers, a member of the editorial board, and the journal's scientific editor.

×

About the authors

Evgeniy D. Kopylov

Histograft LLC; Petrovsky National Research Centre of Surgery

Author for correspondence.
Email: zhenya.lopylov@mail.ru
ORCID iD: 0009-0008-9927-5608
SPIN-code: 1118-4358
Russian Federation, Moscow; Moscow

Evgeniy V. Presnyakov

Histograft LLC; Petrovsky National Research Centre of Surgery

Email: uvpres@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-1546-5129
SPIN-code: 4001-4715
Russian Federation, Moscow; Moscow

Mikhail V. Tolgsky

North-Western State Medical University named after I.I. Mechnikov

Email: MVTolgskiy@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-2884-0565
SPIN-code: 2066-9164
Russian Federation, Saint Petersburg

Anastasia N. Andreeva

North-Western State Medical University named after I.I. Mechnikov

Email: Mmm.andreeva7728@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-8871-3317
SPIN-code: 5608-0036
Russian Federation, Saint Petersburg

Nikita A. Somov

North-Western State Medical University named after I.I. Mechnikov

Email: Workszgmu@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-1514-589X
SPIN-code: 2582-1365
Russian Federation, Saint Petersburg

Maria V. Revkova

North-Western State Medical University named after I.I. Mechnikov

Email: lame_horse15@mail.ru
ORCID iD: 0009-0002-9012-2492
SPIN-code: 2335-6969
Russian Federation, Saint Petersburg

Ilya Y. Bozo

Histograft LLC; Petrovsky National Research Centre of Surgery

Email: ilya-bozo-1989@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-0138-5614
SPIN-code: 9083-5715

Cand. Sci. (Medicine)

Russian Federation, Moscow; Moscow

References

  1. Martinengo L, Olsson M, Bajpai R, et al. Prevalence of chronic wounds in the general population: systematic review and meta-analysis of observational studies. Ann Epidemiol. 2019;29:8–15. doi: 10.1016/j.annepidem.2018.10.005 EDN: OEYDZX
  2. Kathawala MH, Ng WL, Liu D, et al. Healing of Chronic Wounds: An Update of Recent Developments and Future Possibilities. Tissue Eng Part B Rev. 2019;25(5):429–444. doi: 10.1089/ten.TEB.2019.0019
  3. Grada A, Mervis J, Falanga V. Research techniques made simple: Animal models of wound healing. J Invest Dermatol. 2018;138(10):2095–2105.e1. doi: 10.1016/j.jid.2018.08.005
  4. Mustoe TA, O’Shaughnessy K, Kloeters O. Chronic wound pathogenesis and current treatment strategies: a unifying hypothesis. Plast Reconstr Surg. 2006;117(7 Suppl):35S–41S. doi: 10.1097/01.prs.0000225431.63010.1b
  5. Wang X, Ge J, Tredget EE, Wu Y. The mouse excisional wound splinting model, including applications for stem cell transplantation. Nat Protoc. 2013;8(2):302–309. doi: 10.1038/nprot.2013.002
  6. Choudhary V, Choudhary M, Bollag WB. Exploring skin wound healing models and the impact of natural lipids on the healing process. Int J Mol Sci. 2024;25(7):3790. doi: 10.3390/ijms25073790 EDN: VSLJSZ
  7. Rhea L, Dunnwald M. Murine Excisional Wound Healing Model and Histological Morphometric Wound Analysis. J Vis Exp. 2020;(162):10.3791/61616. doi: 10.3791/61616 EDN: WTKIEH
  8. Cogan NG, Mellers AP, Patel BN, et al. A mathematical model for the determination of mouse excisional wound healing parameters from photographic data. Wound Repair Regen. 2018;26(2):136–143. doi: 10.1111/wrr.12634
  9. Sami DG, Heiba HH, Abdellatif A. Wound healing models: A systematic review of animal and non-animal models. Wound Medicine. 2019;24(1):8–17. doi: 10.1016/j.wndm.2018.12.001
  10. Lou D, Luo Y, Pang Q, et al. Gene-activated dermal equivalents to accelerate healing of diabetic chronic wounds by regulating inflammation and promoting angiogenesis. Bioact Mater. 2020;5(3):667–679. doi: 10.1016/j.bioactmat.2020.04.018 EDN: HNHUCN
  11. Cogan NG, Mellers AP, Patel BN, et al. A mathematical model for the determination of mouse excisional wound healing parameters from photographic data. Wound Repair Regen. 2018;26(2):136–143. doi: 10.1111/wrr.12634
  12. Shestakova VG. Stimulated angiogenesis and its role in reparative skin regeneration. Journal of Anatomy and Histopathology. 2018;7(3):117–124. (In Russ.) doi: 10.18499/2225-7357-2018-7-3-117-124 EDN: VCJVFR
  13. Ansell DM, Kloepper JE, Thomason HA, et al. Exploring the “hair growth-wound healing connection”: anagen phase promotes wound re-epithelialization. J Invest Dermatol. 2011;131(2):518–528. doi: 10.1038/jid.2010.291 EDN: OASNWH
  14. Ansell DM, Campbell L, Thomason HA, et al. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regen. 2014;22(2):281–287. doi: 10.1111/wrr.12148
  15. Gamelli RL, He LK. Incisional wound healing. Model and analysis of wound breaking strength. Methods Mol Med. 2003;78:37–54. doi: 10.1385/1-59259-332-1:037
  16. Blaise O, Duchesne C, Banzet S, et al. A murine model of a burn wound reconstructed with an allogeneic skin graft. J Vis Exp. 2020;(162):10.3791/61339. doi: 10.3791/61339 EDN: CXPOMY
  17. Calum H, Høiby N, Moser C. Burn mouse models. Methods Mol Biol. 2014;1149:793–802. doi: 10.1007/978-1-4939-0473-0_60
  18. Blaise O, Duchesne C, Banzet S, et al. A murine model of a burn wound reconstructed with an allogeneic skin graft. J Vis Exp. 2020;(162):10.3791/61339. doi: 10.3791/61339 EDN: CXPOMY
  19. Ulkür E, Oncül O, Karagöz H, et al. Comparison of silver-coated dressing (Acticoat), chlorhexidine acetate 0.5% (Bactigrass), and silver sulfadiazine 1% (Silverdin) for topical antibacterial effect in Pseudomonas aeruginosa-contaminated, full-skin thickness burn wounds in rats. J Burn Care Rehabil. 2005;26(5):430–433. doi: 10.1097/01.bcr.0000176879.27535.09
  20. Anichkov NN, Volkova KG, Garshin VG. Morphology of wound healing. Moscow: Medgiz; 1951. (In Russ.)
  21. Wang X, Ge J, Tredget EE, Wu Y. The mouse excisional wound splinting model, including applications for stem cell transplantation. Nat Protoc. 2013;8(2):302–309. doi: 10.1038/nprot.2013.002
  22. Arkhipova AY, Kulikov DA, Moisenovich AM, et al. Fibroin-Gelatin composite stimulates the regeneration of a splinted Full-Thickness skin wound in mice. Bull Exp Biol Med. 2019;168(1):95–98. doi: 10.1007/s10517-019-04656-0 EDN: TVCUVJ
  23. Park SA, Teixeira LB, Raghunathan VK, et al. Full-thickness splinted skin wound healing models in db/db and heterozygous mice: implications for wound healing impairment. Wound Repair Regen. 2014;22(3):368–380. doi: 10.1111/wrr.12172
  24. Laschke MW, Menger MD. The dorsal skinfold chamber: A versatile tool for preclinical research in tissue engineering and regenerative medicine. Eur Cell Mater. 2016;32:202–215. doi: 10.22203/eCM.v032a13
  25. Grambow E, Sorg H, Sorg CGG, Strüder D. Experimental models to study skin wound healing with a focus on angiogenesis. Med Sci (Basel). 2021;9(3):55. doi: 10.3390/medsci9030055 EDN: ESFBYU
  26. Furman BL. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Curr Protoc. 2021;1(4):e78. doi: 10.1002/cpz1.78 EDN: ZEUGEE
  27. Kottaisamy CPD, Raj DS, Prasanth Kumar V, Sankaran U. Experimental animal models for diabetes and its related complications-a review. Lab Anim Res. 2021;37(1):23. doi: 10.1186/s42826-021-00101-4 EDN: KUPVAF
  28. Campos LF, Tagliari E, Casagrande TAC, et al. Effects of probiotics supplementation on skin wound healing in diabetic rats. Arq Bras Cir Dig. 2020;33(1):e1498. doi: 10.1590/0102-672020190001e1498 EDN: BXFJVX
  29. Nayaka SS, Krishna V, Narayana J, et al Diabetic wound healing activity of Elaeagnus conferta Roxb. leaf ethanol extract. Res J Biotech. 2023;18(11):154–164. doi: 10.25303/1811rjbt01540164 EDN: QCFQGA
  30. Michaels J 5th, Churgin SS, Blechman KM, et al. db/db mice exhibit severe wound-healing impairments compared with other murine diabetic strains in a silicone-splinted excisional wound model. Wound Repair Regen. 2007;15(5):665–670. doi: 10.1111/j.1524-475X.2007.00273.x
  31. Falanga V, Schrayer D, Cha J, et al. Full-thickness wounding of the mouse tail as a model for delayed wound healing: accelerated wound closure in Smad3 knock-out mice. Wound Repair Regen. 2004;12(3):320–326. doi: 10.1111/j.1067-1927.2004.012316.x EDN: FPBHQP
  32. Du Y, Wang J, Fan W, et al. Preclinical study of diabetic foot ulcers: From pathogenesis to vivo/vitro models and clinical therapeutic transformation. Int Wound J. 2023;20(10):4394-4409. doi: 10.1111/iwj.14311
  33. Yu CO, Leung KS, Fung KP, et al. The characterization of a full-thickness excision open foot wound model in n5-streptozotocin (STZ)-induced type 2 diabetic rats that mimics diabetic foot ulcer in terms of reduced blood circulation, higher C-reactive protein, elevated inflammation, and reduced cell proliferation. Exp Anim. 2017;66(3):259–269. doi: 10.1538/expanim.17-0016
  34. Chang L, Xu Y, Wu Z, et al. Hyaluronic acid methacrylate/laponite hydrogel loaded with BMP4 and maintaining its bioactivity for scar-free wound healing. Regen Biomater. 2023;10:rbad023. doi: 10.1093/rb/rbad023 EDN: HPJDHP
  35. Hu CH, Tseng YW, Chiou CY, et al. Bone marrow concentrate-induced mesenchymal stem cell conditioned medium facilitates wound healing and prevents hypertrophic scar formation in a rabbit ear model. Stem Cell Res Ther. 2019;10(1):275. doi: 10.1186/s13287-019-1383-x EDN: CXWTQV
  36. Alapure BV, Lu Y, Peng H, Hong S. Surgical denervation of specific cutaneous nerves impedes excisional wound healing of small animal ear pinnae. Mol Neurobiol. 2018;55(2):1236–1243. doi: 10.1007/s12035-017-0390-0 EDN: LPHUCL
  37. Trujillo AN, Kesl SL, Sherwood J, et al. Demonstration of the rat ischemic skin wound model. J Vis Exp. 2015;(98):e52637. doi: 10.3791/52637
  38. Lovasova V, Bem R, Chlupac J, et al. Animal experimental models of ischemic wounds - A review of literature. Wound Repair Regen. 2022;30(2):268–281. doi: 10.1111/wrr.12996 EDN: CNRNVQ
  39. Souza BR, Cardoso JF, Amadeu TP, et al. Sympathetic denervation accelerates wound contraction but delays reepithelialization in rats. Wound Repair Regen. 2005;13(5):498–505. doi: 10.1111/j.1067-1927.2005.00070.x
  40. Shu B, Xie JL, Xu YB, et al. Effects of skin-derived precursors on wound healing of denervated skin in a nude mouse model. Int J Clin Exp Pathol. 2015;8(3):2660–2669.
  41. Yarboro SR, Baum EJ, Dahners LE. Locally administered antibiotics for prophylaxis against surgical wound infection. An in vivo study. J Bone Joint Surg Am. 2007;89(5):929–933. doi: 10.2106/JBJS.F.00919
  42. Kugelberg E, Norström T, Petersen TK, et al. Establishment of a superficial skin infection model in mice by using Staphylococcus aureus and Streptococcus pyogenes. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49(8):3435–3441. doi: 10.1128/AAC.49.8.3435-3441.2005
  43. Dai T, Kharkwal GB, Tanaka M, et al. Animal models of external traumatic wound infections. Virulence. 2011;2(4):296–315. doi: 10.4161/viru.2.4.16840 EDN: PHRCXZ
  44. Fujita K, Nishimoto S, Fujiwara T, et al. A new rabbit model of impaired wound healing in an X-ray-irradiated field. PLoS One. 2017;12(9):e0184534. doi: 10.1371/journal.pone.0184534
  45. Lee J, Jang H, Park S, et al. Platelet-rich plasma activates AKT signaling to promote wound healing in a mouse model of radiation-induced skin injury. J Transl Med. 2019;17(1):295. doi: 10.1186/s12967-019-2044-7
  46. Huang SP, Huang CH, Shyu JF, et al. Promotion of wound healing using adipose-derived stem cells in radiation ulcer of a rat model. J Biomed Sci. 2013;20(1):51. doi: 10.1186/1423-0127-20-51 EDN: GKYZIM
  47. Deshevoy YuB, Nasonova TA, Dobrynina OA, et al. Experimental conditions for the use of syngeneic multipotent mesenchymal stem cells (MMSCs) from adipose tissue for the treatment of severe radiation-induced skin lesions. Genes & Cells. 2019;14(3):77. (In Russ.) doi: 10.23868/gc122470 EDN: OTWUTF
  48. Oliver RA, Lovric V, Yu Y, et al. Development of a novel model for the assessment of Dead-Space management in soft tissue. PLoS One. 2015;10(8):e0136514. doi: 10.1371/journal.pone.0136514
  49. Peirce SM, Skalak TC, Rodeheaver GT. Ischemia-reperfusion injury in chronic pressure ulcer formation: a skin model in the rat. Wound Repair Regen. 2000;8(1):68–76. doi: 10.1046/j.1524-475x.2000.00068.x
  50. Takeuchi Y, Ueno K, Mizoguchi T, et al. Development of novel mouse model of ulcers induced by implantation of magnets. Sci Rep. 2017;7(1):4843. doi: 10.1038/s41598-017-05250-y EDN: ZWSLMN
  51. Stekelenburg A, Oomens C, Bader D. Compression-induced tissue damage: animal models. In: Bader DL, Bouten CV, Colin D, Oomens CW, editors. Pressure ulcer research. Berlin: Springer; 2005. P:187–204. doi: 10.1007/3-540-28804-x_12
  52. Stadler I, Zhang RY, Oskoui P, et al. Development of a simple, noninvasive, clinically relevant model of pressure ulcers in the mouse. J Invest Surg. 2004;17(4):221–227. doi: 10.1080/08941930490472046
  53. Wassermann E, van Griensven M, Gstaltner K, et al. A chronic pressure ulcer model in the nude mouse. Wound Repair Regen. 2009;17(4):480–484. doi: 10.1111/j.1524-475x.2009.00502.x
  54. Masson-Meyers DS, Andrade TAM, Caetano GF, et al. Experimental models and methods for cutaneous wound healing assessment. Int J Exp Pathol. 2020;101(1-2):21–37. doi: 10.1111/iep.12346 EDN: XASXEL
  55. Nunan R, Harding KG, Martin P. Clinical challenges of chronic wounds: searching for an optimal animal model to recapitulate their complexity. Dis Model Mech. 2014;7(11):1205–1213. doi: 10.1242/dmm.016782

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2025 Eco-Vector

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
Периодический печатный журнал зарегистрирован как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): № 0110212 от 08.02.1993.
Сетевое издание зарегистрировано как СМИ Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор): ЭЛ № ФС 77 - 84733 от 10.02.2023.